SAGGI FINALIZZATI ALLA COLTIVAZIONE IN LABORATORIO
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SAGGI FINALIZZATI ALLA COLTIVAZIONE IN LABORATORIO
Biol. Mar. Mediterr. (2012), 19 (1): 267-268 B. Rumi1, S. Caronni, P. Panzalis2, A. Navone2, A. Ghiani, S. Citterio Dipartimento di Scienze della Terra e dell’Ambiente, Università di Pavia, Pavia, Italia. [email protected] 1 Dipartimento di Scienze dell’Ambiente e del Territorio, Università di Milano-Bicocca, P.zza della Scienza, 1 - 20126 Milano, Italia. 2 Area Marina Protetta di Tavolara Punta Coda Cavallo, Olbia, Italia. SAGGI FINALIZZATI ALLA COLTIVAZIONE IN LABORATORIO DELLA MICROALGA BENTONICA CHRYSOPHAEUM TAYLORII LEWIS & BRYAN CULTIVATION ASSAYS OF THE BENTHIC MICROALGA CHRYSOPHAEUM TAYLORII LEWIS & BRYAN IN LABORATORY Abstract - Since September 2011 some cultivation assays of the benthic marine microalga Chrysophaeum taylorii Lewis & Bryan (Pelagophyceae) have been conducted in vitro in order to detect the best medium for successful cultivation and culture maintenance. To the purpose, both solid and liquid media were obtained using different recipes and tested under laboratory conditions. Key-words: laboratory culture, algae, culture media, nutrients, substrata. Introduzione - Le conoscenze su molti aspetti dell’ecologia e della biologia della microalga bentonica alloctona Crysophaeum taylorii Lewis & Bryan, recentemente insediatasi in diverse zone del Mediterraneo (Aktan e Topaloğlu, 2011), sono assai carenti e frammentarie (Caronni et al., 2009) e non sono disponibili in letteratura informazioni sul suo ciclo vitale. L’allestimento in laboratorio di culture pure della microalga consentirebbe di approfondire tali conoscenze e comprendere i meccanismi alla base delle sue fioriture e della produzione della mucillagine secreta dalle sue cellule. Al fine di individuare il mezzo di coltura più idoneo alla crescita di C. taylorii in vitro e al mantenimento della coltura, sono stati condotti in laboratorio alcuni saggi utilizzando differenti terreni solidi e liquidi. Materiali e metodi - Le cellule di C. taylorii utilizzate per l’allestimento delle colture sono state isolate da campioni raccolti nell’Area Marina Protetta Tavolara Punta Coda Cavallo nel settembre del 2011. I terreni di coltura testati sono stati: acqua di mare naturale filtrata, Gamborg B5 (Gamborg et al., 1968), f/2 (Guillard, 1975) (in tre varianti arricchite con fosforo, potassio e vitamine rispettivamente) e MNK (Noël et al., 2004). Sono stati preparati terreni solidi con l’agente gelificante AGAR e terreni liquidi con o senza aggiunta di ciottoli. Dopo l’inoculo delle cellule in condizioni di sterilità, i terreni sono stati trasferiti in una camera di crescita con illuminazione continua e temperatura controllata (22 °C), come suggerito per specie planctoniche da Pistocchi et al. (2010). Lo sviluppo di C. taylorii è stato monitorato settimanalmente. Risultati - I primi risultati sono stati ottenuti dopo circa un mese dall’inoculo, quando nelle colture allestite con acqua di mare filtrata e con i terreni f/2 (indipendentemente dai composti aggiunti) e MNK sono state individuate le prime cellule di C. taylorii. In f/2 la coltura è risultata contaminata da Bacillariophyceae, chiaramente distinguibili già a due settimane dall’inoculo e abbondanti soprattutto nei mezzi liquidi. Negli altri due terreni la coltura è risultata composta per lo più da C. taylorii. Non sono state, invece, individuate cellule della microalga in Gamborg B5, nel quale si sono sviluppate solo Bacillariophyceae. Relativamente ai terreni preparati con acqua di mare, C. taylorii è apparsa più abbondante 268 B. Rumi, S. Caronni, P. Panzalis, A. Navone, A. Ghiani, S. Citterio nei terreni liquidi, indipendentemente dalla presenza di ciottoli, sia ad un mese dall’inoculo sia durante le successive osservazioni. In MNK, invece, la densità di C. taylorii è risultata molto simile su tutte e tre le tipologie di terreno considerate. La dimensione media delle singole cellule è apparsa omogenea in tutte le colture (~17 μm di lunghezza e 9 μm di larghezza) e, nonostante sia andata lievemente aumentando nel periodo di monitoraggio, si è mantenuta decisamente inferiore rispetto a quella osservata in ambiente naturale nella zona di prelievo (25-30 μm di lunghezza e 14-17 μm). Sia in acqua di mare naturale filtrata sia in MNK sono state riconosciute cellule di C. taylorii morfologicamente differenziate; oltre a cellule con la caratteristica forma ovale leggermente allungata – che ricorda quella del frutto del fico – sono state osservate anche cellule di forma tondeggiante, comunque attribuibili alla specie. Le colture in acqua di mare naturale filtrata e MNK si sono mantenute fino a due mesi dopo l’inoculo, quando il numero di cellule ha iniziato a ridursi notevolmente; quelle in f/2, invece, sono apparse dominate da Bacillariophyceae già a un mese e mezzo circa dall’inoculo. Conclusioni - I risultati ottenuti suggeriscono che per l’allestimento di colture in vitro di C. taylorii siano adatti sia il terreno MNK, specifico per il fitoplancton oceanico (Harrison e Berges, 2005) sia l’acqua di mare naturale filtrata, fino ad ora raramente utilizzata per colture simili (Harrison e Berges, 2005). Particolarmente interessanti appaiono le differenti caratteristiche morfologiche osservate tra cellule in coltura (piccole e di forma varia) e in ambiente naturale (più grandi ed esclusivamente a forma a fico). Sono tuttavia necessarie indagini più approfondite per appurare se tali differenze siano il risultato dei cambiamenti che spesso interessano le cellule in coltura (Pistocchi et al., 2010) o se invece rappresentino fasi diverse del ciclo vitale, come osservato per altre microalghe (Hillebrand et al., 1999). Bibliografia AKTAN Y., TOPALOĞLU B. (2011) - First record of Chrysophaeum taylorii Lewis & Bryan and their benthic mucilaginous aggregates in the Aegean Sea (Eastern Mediterranean). J. Black Sea/Medit. Environ., 17 (2): 159-170. CARONNI S., CASU D., CECCHERELLI G., LUGLIÈ A., NAVONE A., OCCHIPINTI AMBROGI A., PANZALIS P., PINNA S., SATTA C., SECHI N. (2009) - Distribuzione e densità della microalga bentonica Chrysophaeum taylorii Lewis & Bryan nell’Area Marina Protetta di Tavolara Punta Coda Cavallo. Biol. Mar. Mediterr., 16 (1): 250-251. GAMBORG O., MILLER R., OJIMA K. (1968) - Nutrient requirement suspensions cultures of soybean root cells. Exp. Cell Res., 50 (1): 151-158. GUILLARD R.R.L. (1975) - Culture of phytoplankton for feeding marine invertebrates. In: Smith W.L., Chanley M.H. (eds), Culture of Marine Invertebrate Animals. Plenum Press, New York: 26-60. HARRISON P.J., BERGES J.A. (2005) - Marine culture media. In: Andersen R.A. (ed), Algal Culturing Techniques. Elsevier: 21-33. HILLEBRAND H., DÜRSELEN C.D., KIRSCHTEL D., POLLINGHER U., ZOHARY T. (1999) Biovolume calculation for pelagic and benthic microalgae. J. Phycol., 35: 403-424. NOËL M.H., KAWACHI M., INOUYE I. (2004) - Induced dimorphic life cycle of a coccolithophorid, Calyptrosphaera sphaeroidea (Prymnesiophyceae, Haptophyta). J. Phycol., 40: 112-129. PISTOCCHI R., GUERRINI F., BERAN A., CAROPPO C., PENNA A., SAINO R. (2010) Isolamento e metodi di coltura di microalghe e cianobatteri. In: Socal G., Buttino I., Cabrini M., Mangoni O., Penna A., Totti C. (eds), Metodologie di studio del plancton marino. ISPRA, Roma: 253-265.