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ITTIOPATOLOGIA, 2011, 8: 5-52
MONOGRAFIE
Patologie dei gamberi d’acqua dolce.
Malattie infettive e di origine micotica
Pathology of freshwater crayfish.
Infectious and mycotic diseases
Francesco Quaglio1*, Andrea Gustinelli2, Amedeo Manfrin3
1
Dipartimento di Sanità Pubblica, Patologia Comparata e Igiene Veterinaria. Università degli Studi di Padova,
Viale dell’Università, 16, Agripolis - 35020 Legnaro (PD); 2 Dipartimento di Scienze Mediche Veterinarie,
Via Tolara di Sopra, 50 - 4064 Ozzano dell’Emilia (BO); 3 Istituto Zooprofilattico Sperimentale delle Venezie,
Centro di Riferimento Nazionale per le Malattie dei Crostacei, via Leonardo da Vinci, 39 - 45011 Adria (RO).
______________________________
RIASSUNTO - I gamberi d’acqua dolce sono considerati di estrema importanza sia dal punto di vista
commerciale, in quanto alcune specie sono estremamente apprezzate a livello di gastronomia locale e stanno
dimostrando buone potenzialità per il loro sfruttamento zootecnico, sia dal punto di vista naturalisticoambientale, poiché a causa della loro sensibilità al cambio dei parametri ambientali rappresentano degli ottimi
indicatori della sanità di un determinato ambiente. Questa sensibilità ha portato ad una drastica riduzione delle
popolazioni europee autoctone a causa del progressivo peggioramento qualitativo degli habitat fluviali in cui
vivono, dell’ingesso sul territorio europeo di popolazioni alloctone di gamberi d’acqua dolce (i.e. Procambarus
clarkii) estremamente aggressive e maggiormente resistenti, nonché portatrici di patologie, alcune delle quali
con un impatto devastante. Fra tutte, la peste del gambero d’acqua dolce causata da Aphanomyces astaci
attualmente rappresenta il problema sanitario di maggior rilievo in Italia ed in Europa.
SUMMARY - The freshwater crayfish are considered extremely important both from a commercial aspect,
being some species extremely appreciated in terms of local cuisine and showing good potential for their
livestock exploitation, both in terms of environmental aspect, since are excellent indicators of the environment
health status for their sensitivity to alterations of their habitats. This sensitivity has led to a drastic reduction of
the native European populations for the quality worsening of surface waters and for the introduction of nonnative populations of crayfish in Europe (i.e. Procambarus clarkii), extremely aggressive and resistant species
and often carriers of diseases some of which could have a devastating impact. Among these the freshwater
crayfish plague caused by Aphanomyces astaci currently represents one of the most significant sanitary
problem in Italy and Europe.
Key words: Freshwater crayfish; Crustaceans; Disease; Virus; Bacteria; Fungi; Aphanomyces astaci.
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* Corresponding Author: c/o Dipartimento di Sanità Pubblica, Patologia Comparata e Igiene Veterinaria,
Università degli Studi di Padova, Viale dell’Università, 16, Agripolis - 35020 Legnaro (PD).
Tel.: 049-8272653; Fax: 049-641174; E-mail: [email protected].
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INTRODUZIONE
I gamberi d’acqua dolce sono crostacei ampiamente diffusi in tutti i continenti, ad
eccezione dell’antartico, sia come specie indigene, sia come specie introdotte in seguito a
movimenti antropogenici. Diverse specie vengono utilizzate in acquacoltura e in tempi più
recenti si è osservato un aumento nella vendita di crostacei d’acqua dolce a scopo
ornamentale. Lo spostamento di diverse specie sono state la causa della diffusione di
malattie devastanti, come la peste del gambero (da Aphanomyces astaci) (Schikora, 1903;
Unestam, 1973a; 1973b) che ha portato alla parziale o completa estinzione di intere
popolazioni di gamberi indigeni in Europa (Portogallo, Spagna, ecc.). Il gambero di fiume
Austropotamobius pallipes ed il gambero nobile Astacus astacus, specie indigene europee,
sono oggetto di tutela in quanto considerate a rischio di estinzione (Gherardi et al., 1999)
(Direttiva 92/43 CEE). La crescente diffusione di gamberi Nord Americani nel territorio
europeo rappresenta una minaccia per i decapodi indigeni esposti all’introduzione di nuovi
agenti patogeni, verso i quali non presentano né resistenza, né immunità. Fattori che limitano
la sopravvivenza e la diffusione dei gamberi autoctoni negli areali dulciacquicoli sono di tipo
fisico-chimico (inquinamento, caratteristiche dell’acqua, alterazione degli habitat, variazioni
climatiche) e biologico (patologie e presenza di specie esotiche ed animali predatori)
(Romanò & Riva, 2002). Le malattie più gravi per le specie indigene europee sono di origine
micotica e virale (Edgerton et al., 2004). Serie mortalità in popolazioni selvatiche sono state
attribuite a fenomeni di inquinamento, sebbene in molti casi la causa rimanga sconosciuta,
per la difficoltà nell’emettere una diagnosi da cause chimiche, soprattutto in ambiente
acquatico. Il lento decremento delle popolazioni, fino alla scomparsa, dovuto a perdite
croniche o a ripetuti casi di mortalità, è poco studiato e di difficile interpretazione. Ad oggi
permangono lacune nelle conoscenze delle patologie dei gamberi d’acqua dolce (Vogt,
1999), particolarmente in relazione alla distribuzione geografica dei patogeni. In Italia
l’incidenza delle malattie dei crostacei è scarsamente nota.
BIBLIOGRAFIA
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1. PATOLOGIE VIRALI
La prima segnalazione di malattia virale nei crostacei d’acqua dolce fu effettuata da Vago
nel 1966. Anderson & Prior, nel 1992, fecero la prima descrizione di virosi in ambiente
naturale e dalla fine del ventesimo secolo sono oltre 50 i virus isolati. Sebbene i virus siano
la causa maggiore di perdite negli allevamenti degli animali acquatici, inclusi i gamberi
marini, poco si conosce delle infezioni virali dei gamberi dulciacquicoli. La maggior parte di
studi effettuati riguardano virus isolati in specie australiane di allevamento. Alderman &
Polglase (1988) in una rilevante rassegna sulle malattie dei gamberi d’acqua dolce
enfatizzavano la mancanza di conoscenze sulle patologie di origine virale e ritenevano che le
condizioni di allevamento intensivo avrebbero permesso maggiori approfondimenti. La
tassonomia dei virus dei gamberi è attualmente in uno stato di continua evoluzione e in molti
casi rimane irrisolta.
I principali agenti eziologici delle malattie virali dei gamberi d’acqua dolce sono:
Virus a DNA
Virus intranucleari bacilliformi (baculovirus like)
Virus bacilliforme di Austropotamobius pallipes (ApBV)
Virus bacilliforme di Astacus astacus (AaBV)
Virus bacilliforme di Pacifastacus leniusculus (PlBV)
Virus bacilliforme di Cherax quadricarinatus (CqBV)
Virus bacilliforme di Cherax destructor (CdBV)
Nimaviridae
Virus della malattia delle macchie bianche o “white spot syndrome virus”
(WSSV)
Parvoviridae
Parvovirus-like sistemico di Cherax destructor (CdSPV)
Parvovirus-like delle branchie di Cherax quadricarinatus (CqPlV)
Parvovirus di Cherax quadricarinatus
“Spawner-isolated mortality virus” (SMV)
Virus a RNA
Picornaviridae
Picornavirus-like di Cherax albidus (CaPV)
Birnaviridae
Virus della necrosi pancreatica infettiva (IPNV)
Reoviridae
Reovirus-like di Cherax quadricarinatus epatopancreatico (CqHRV)
Totiviridae
Giardiavirus-like di Cherax (CGV)
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Virus ad incerta attribuzione
Virus a DNA
Virus intranucleari bacilliformi
I virus intranucleari bacilliformi (IBVS), precedentemente assegnati alla famiglia
Baculoviridae (Stentiford et al., 2004), hanno posizione tassonomica ancora sconosciuta per
mancanza di informazioni biomolecolari ed immunologiche. I virus intranucleari bacilliformi
sono a doppia catena di DNA, privi di corpo d’inclusione (matrice proteica di rivestimento
con struttura cristallina a funzione protettrice) e sono limitati all’epatopancreas e
all'intestino.
Virus bacilliforme di Austropotamobius pallipes (ApBV)
Edgerton et al. (2002a; 2002b) hanno messo in relazione la quasi scomparsa della
popolazione di Austropotamobius pallipes del fiume Nant, in Francia, con la presenza di un
virus intranucleare bacilliforme (ApBV). In studi successivi Edgerton (2003) ha ritenuto che
il virus, isolato anche in altre popolazioni astacicole nel sud-est della Francia, non sia da
considerare l’unico responsabile della mortalità, ma una concausa. In Inghilterra e Galles
ApBV è stato recentemente osservato in Austropotamobius pallipes, con lievi effetti
sull’ospite (Longshaw, 2011). Gli epatociti e gli enterociti appaiono ipertrofici con cromatina
marginata. Il virus è costituito da un nucleocapside, ove all’interno il DNA è condensato in
una struttura nucleoproteica, conosciuta come core e all’esterno il capside appare meno
elettrondenso. Un envelope trilaminare con un’espansione unilaterale circonda il
nucleocapside. Il virione misura circa 60×260 nm e il nucleocapside 50×220 nm.
Virus bacilliforme di Astacus astacus (AaBV)
Edgerton et al. (1996) hanno isolato il virus bacilliforme di Astacus astacus (AaBV) in
esemplari di gambero europeo, provenienti dalla Finlandia, con prevalenza fino al 100%, con
intensità variabile ed in assenza di sintomatologia clinica o mortalità. L’infezione si
manifesta a carico degli epatopancreatociti che appaiono leggermente ipertrofici con
marginazione o addensamento settoriale della cromatina. Si evidenzia anche sfaldamento
cellulare, necrosi e incapsulazione dei tubuli. Il virione misura circa 70×340 nm; ha
nucleocapside di forma bastoncellare di circa 50×260 nm, con envelope trilaminare e con
una espansione subapicale unilaterale.
Virus bacilliforme di Pacifastacus leniusculus (PlBV)
In USA il virus PlBV è stato descritto in un gambero della California Pacifastacus
leniusculus, in assenza di segni clinici di malattia (Hedrick et al., 1995). Le cellule infette dei
tubuli dell’epatopancreas appaiono ipertrofiche e talvolta sfaldate nel lume ed i nuclei
presentano marginazione della cromatina. I virioni bastoncellari misurano circa 70×240 nm
ed il nucleocapside 190×40 nm.
Virus bacilliforme di Cherax quadricarinatus (CqBV)
Il virus bacilliforme di Cherax quadricarinatus è stato il primo agente virale di malattia
isolato in gamberi di acqua dolce (Anderson & Prior, 1992). Il virus provoca mortalità in
“redclaw”, Cherax quadricarinatus, sia in situazioni sperimentali sia in acquacoltura ed è
stato segnalato nel Queensland e nel Nord dell’Australia (Edgerton et al., 1995; Edgerton &
Owens, 1997), negli Stati Uniti d’America, in Jamaica, Ecuador, Columbia, Cile, India ed
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Arabia Saudita (Groff et al., 1993; Edgerton, 1996a; Edgerton & Owens, 1999; Hauck et al.,
2001; Romero & Jiménez, 2002).
CqBV è considerato avere bassa virulenza e provocare riduzione della crescita senza
lesioni esterne patognomoniche e con ridotta mortalità (Groff et al., 1993; Edgerton, 1996b;
Edgerton et al., 2002a).
CqBV è stato osservato in tutti gli stadi biologici di C. quadricarinatus, successivi al terzo
stadio giovanile. L’infezione si può trasmettere per cannibalismo, ingestione di materiale
infetto e attraverso l’acqua (Edgerton & Owens, 1997). La morfologia virale e le lesioni
microscopiche sono simili a quelle dei virus bacilliformi in precedenza descritti (Groff et al.,
1993; Edgerton, 1996b). Le misure morfometriche non trovano d’accordo i diversi autori.
Anderson & Prior (1992) osservavano virioni di 70×200 nm, similmente ad Hauck et al.
(2001) che riportavano 70×220 nm ed in contrasto con Edgerton (1996b) e Groff et al.
(1993), rispettivamente 100×260 nm e 100×290 nm. Anche i rilievi del nucleocapside sono
discordanti: 30×150 nm (Anderson & Prior, 1992), 40×180 nm (Hauck et al., 2001) e
50×215 nm (Groff et al., 1993). Le differenze nella valutazione possono essere la
conseguenza di differenti metodi di fissazione o di processazione (Hauck et al., 2001;
Edgerton et al., 2002b).
Virus bacilliforme di Cherax destructor (CdBV)
CdBV è stato riscontrato in alcuni campioni di “yabby” (Cherax destructor) provenienti da
due allevamenti del sud dell’Australia (Edgerton 1996a; 1996b). I nuclei delle cellule infette
presentano, oltre alla marginazione e all’addensamento in setti della cromatina, inclusioni
eosinofile amorfe.
I virioni descritti misurano 70×300 nm (atipicamente anche 450 nm in lunghezza); il
nucleocapside è di 50×260 nm.
Nimaviridae
Virus della malattia delle macchie bianche o “White Spot Syndrome Virus” (WSSV)
Il virus della sindrome delle macchie bianche (WSSV) è a doppia catena di DNA ed
appartiene alla famiglia Nimaviridae che comprende il solo genere Whispovirus (Mayo,
2002). I virioni sono di forma variabile, da ellissoidale a bastoncellare, dotati di envelope
trilaminare, con simmetria del nucleocapside elicoidale, hanno per caratteristica peculiare la
presenza di un prolungamento polare simile ad un flagello (van Hulten et al., 2001; Yang
et al., 2001; Wu & Yang, 2006) e sono di grosse dimensioni (80-120×250-380 nm ). WSSV
è patogeno per almeno 78 specie di crostacei, principalmente decapodi (Lightner, 1996;
Flegel, 2006), tra cui i gamberi d’acqua dolce (Stentiford et al., 2009).
Per la sua importanza, la malattia delle macchie bianche (WSD) è contemplata nella
normativa UE (Direttiva 2006/88/CE), relativa alle condizioni di polizia sanitaria applicabili
alle specie animali d’acquacoltura e ai relativi prodotti, nonché alla prevenzione di talune
malattie degli animali acquatici e alle misure di lotta contro tali malattie.
Il virus, che causa gravi perdite nei peneidi, è stato isolato in ambiente d’acqua dolce da
Procambarus clarkii, Procambarus zonangulus (Baumgartner et al., 2009), Orconectes
punctimanus, Pacifastacus leniusculus (Jiravanichpaisal et al., 2001), Macrobrachium
rosenbergii e palaemonidi (Lo et al., 1996) e granchi (Sahul Hameed et al., 2001). Infezioni
sperimentali sono state ottenute in Cherax quadricarinatus mediante emolinfa infetta di
Penaeus chinensis (Shi et al., 2000), in Pacifastacus leniusculus da omogenato di branchie
di Penaeus monodon (Jiravanichpaisal et al., 2001), in Cherax destructor albidus da Penaeus
monodon (Edgerton 2004a), in Procambarus clarkii da rotiferi (Yan et al., 2007), in
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Astropotamobius pallipes (Edgerton, 2004b) e in Astacus astacus (Jiravanichpaisal et al.,
2004).
Nella primavera del 2007, la malattia delle macchie bianche si è manifestata in tre
allevamenti di Procambarus clarkii e Procambarus zonangulus della Louisiana (USA),
provocando significative perdite, superiori al 90%. La mortalità era evidenziata nelle nasse,
utilizzate per la raccolta degli individui adulti e lungo le sponde degli stagni (Baumgartner et
al., 2009). I soggetti ancora vivi nelle trappole si presentavano letargici ed in seguito
morivano. Alcuni soggetti presentavano macchie bianche focali, talvolta confluenti sulla
porzione dorsale della regione addominale o più raramente su tutto l’esoscheletro. Le lesioni
istologiche in Procambarus clarkii e Procambarus zonangulus corrispondevano alle tipiche
lesioni descritte nei peneidi. Le cellule dei tessuti ectodermici e mesodermici presentavano
nuclei ipertrofici con ampie inclusioni omogenee e cromatina marginata (Lo et al., 1997;
Wang et al., 1997). Le inclusioni erano riscontrate nell’epitelio della cuticola e dell’intestino,
nel cuore, nella muscolatura scheletrica, nel tessuto nervoso, nelle ghiandole antennali, nei
testicoli, nel tessuto ematopoietico e nel connettivo. In alcuni campioni si osservava necrosi
dell’ipoderma.
Parvoviridae
Parvovirus-like sistemico di Cherax destructor (CdSPV)
CdSPV è stato isolato in un solo esemplare di “yabby” (Cherax destructor) nel sud
dell’Australia (Edgerton, 1996b; Edgerton et al., 1997). Il virus icosaedrico misurava 21 nm.
L’animale infetto appariva in stato agonico con opacamento addominale. Si osservavano
inclusioni intranucleari di tipo A di Cowdry, con marginazione della cromatina in
epatopancreas, intestino, epicardio, muscolatura addominale e tessuto connettivo. Negli
organi colpiti viene descritta necrosi associata ad infiltrazione emocitaria.
Parvovirus-like delle branchie di Cherax quadricarinatus (CqPlV)
CqPlV, descritto da Edgerton et al. (2000), è un virus icosaedrico di 20 nm associato ad un
episodio di lieve mortalità in “redclaw” (Cherax quadricarinatus) allevati in Australia. I
nuclei delle branchie mostravano cromatina marginata e nucleoli in posizione periferica.
Parvovirus di Cherax quadricarinatus
Il parvovirus di Cherax quadricarinatus è stato descritto causare grave mortalità in redclaw
crayfish allevati nel nord del Queensland (Australia) (Bowater et al., 2002). I soggetti affetti
erano moribondi e con cuticola molle. Corpi inclusi intranucleari e marginazione della
cromatina erano osservati in branchie, epitelio sottocuticolare, intestino e tessuto connettivo.
La ghiandola antennale, il tessuto ematopoietico, le cellule epiteliali dei tubuli seminiferi ed
il tessuto interstiziale dell'ovario erano interessati in minor misura.
Le particelle virali erano esagonali con un diametro medio di 19,5 nm. Nonostante le
dimensioni del virus fossero molto simili al CqPlV ed il luogo geografico fosse il medesimo
dell’infezione riportata da Edgerton et al. (2000), Bowater et al. (2002) hanno ritenuto
trattarsi di differenti patogeni non avendo riscontrato lesioni branchiali. Ulteriori studi
ultrastrutturali pertanto sono necessari per risolvere il dubbio.
“Spawner-isolated Mortality Virus”(SMV)
SMV, provvisoriamente collocato nella famiglia Parvoviridae, è meglio conosciuto come
patogeno dei gamberi d’acqua salata per le gravi perdite provocate in allevamenti di
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Penaeus monodon in Australia (Fraser & Owens, 1996). In acqua dolce è stato isolato in
“redclaw” Cherax quadricarinatus (Edgerton et al., 2000).
Virus a RNA
Picornaviridae
I Picornaviridae sono virus a singola catena di RNA.
Picornavirus like di Cherax albidus (CaPV)
A seguito di un campionamento in yabbies (Cherax albidus) che manifestavano mortalità,
Edgerton (1999) ha osservato e descritto un nuovo virus picorna-like (virus picorna-like di
Cherax albidus, CaPV). In seguito in Australia occidentale, Jones & Lawrence (2001)
riportavano, con analoga sintomatologia clinica, lo stesso virus in Cherax albidus di
allevamento. In tutta la zona di produzione, il virus era diffuso con bassa prevalenza, intorno
al 5%. Le infezioni erano caratterizzate da ampie inclusioni basofile, che occupavano l'intero
nucleo o piccole inclusioni intranucleari eosinofile nei tessuti interstiziali della ghiandola
digestiva, nell’epitelio del labirinto della ghiandola antennale e nell’intestino. Alla
microscopia elettronica i virioni privi di envelope e disposti in raggruppamenti paracristallini
misuravano 13-19 nm. Jones & Lawrence (2001) erano dubbiosi circa l'esatta posizione
tassonomica del virus che mettevano in relazione sia a Circoviridae, sia a Picornaviridae.
Birnaviridae
I Birnaviridae sono virus a doppia elica di RNA.
Virus della Necrosi Pancreatica Infettiva (IPNV)
Il virus della Necrosi Pancreatica Infettiva (IPNV), che provoca una malattia acuta nei
salmonidi (Quaglio, 1989), è stato isolato in esemplari di Astacus astacus, senza
sintomatologia clinica. La trasmissione può avvenire, in natura, attraverso l’acqua in cui
sono presenti trote iridee (Oncorhynchus mykiss) infette o per ingestione di alimento
contaminato. Il gambero risulta portatore asintomatico d’infezione e vettore per i salmonidi.
Non è stata dimostrata la replicazione virale nei crostacei (Halder & Ahne, 1988).
IPNV può essere riscontrato in emociti della ghiandola antennale, branchie ed
epatopancreas di gamberi senza alterazioni patologiche. La persistenza virale nei crostacei,
fino ad un anno dopo l'esposizione, suggerisce una possibile replicazione nell’ospite. Il
gambero può fungere da vettore del virus ai pesci.
Reoviridae
I Reovirus sono virus a doppia elica di RNA.
Reovirus-like di Cherax quadricarinatus epatopancreatico (CqRV)
CqRV è stato isolato da un esemplare moribondo di Cherax quadricarinatus nel nord del
Queensland, con presenza di corpi inclusi eosinofili intracitoplasmatici nell’epatopancreas. I
tubuli interessati erano circondati da un infiltrato emocitario (Edgerton et al., 2000).
I nuclei delle cellule infette contenevano virioni esagonali e pentagonali privi di envelope
con dimensioni di 35-40 nm. Bowater et al. (2002) e La Fauce & Owens (2007) hanno
considerato l’infezione come relativamente benigna.
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Totiviridae
I Totivirus sono a doppia elica di RNA.
Giardiavirus-like di Cherax (CGV)
CGV è stato osservato in origine da Edgerton et al. (1994; 1995), durante un’indagine
istologica su epatopancreas di Cherax quadricarinatus allevati in Queensland. Le cellule
infette apparivano leggermente ipertrofiche. La malattia è stata maggiormente riscontrata in
soggetti in stadio giovanile e con basso tasso di mortalità (Edgerton & Owens, 1997). La
patologia continua a manifestarsi in Queensland, provocando perdite limitate (Owens &
McElnea, 2000). I virus, privi di envelope e di forma icosaedrica, misurano circa 25 nm.
Poiché il virus non è stato isolato e caratterizzato, Poulos et al. (2006) ritengono che non
debba essere inequivocabilmente considerato come Giardiavirus-like, ma che dovrebbe
essere considerato come un probabile totivirus.
Virus ad incerta attribuzione
Molti agenti virali, segnalati in gamberi d’acqua dolce, sono stati mal definiti o restano non
classificati. Risulta, quindi, necessario procedere ad una corretta identificazione dei virus,
mediante la microscopia elettronica e l’impiego di tecniche biomolecolari, correlata ad una
precisa descrizione dei segni clinici di malattia, degli aspetti anatomopatologici e delle
lesioni istologiche.
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2. PATOLOGIE BATTERICHE
Numerosi batteri sono frequentemente isolati dall’esoscheletro, dall’apparato digerente e
dall’emolinfa dei gamberi d’acqua dolce. La natura di questi isolamenti è spesso non chiara
per l’ubiquità di tali microrganismi nell’ambiente e per la mancanza di segni clinici di
patologia (Edgerton et al., 2002; Quaglio et al., 2006b). Talvolta il riscontro avviene in
conseguenza a gravi malattie dei crostacei, sia in allevamento, sia in ambiente naturale,
particolarmente quando le condizioni ambientali sono scadenti. Molti batteri sono considerati
agenti patogeni secondari di malattia od opportunisti dei crostacei.
I generi batterici più frequentemente isolati nei gamberi d’acqua dolce sono:
Acinetobacter, Aeromonas, Bacillus, Citrobacter, Corynebacterium, Flavobacterium,
Micrococcus, Pseudomonas, Staphylococcus e Vibrio (Smith & Söderhäll, 1986; Vey, 1986;
Alderman & Polglase, 1988; Mickeniene, 1999; Edgerton et al., 2002; Quaglio et al.,
2006b).
BATTERIEMIA ASINTOMATICA E SETTICEMIA
Distribuzione geografica
Infezioni e malattie a diffusione cosmopolita. I batteri isolati nelle batteriemie
asintomatiche e nelle setticemie dei gamberi d’acqua dolce sono diffusi nell’ambiente, sia
15
nell’acqua, sia nel sedimento e colonizzano l’esoscheletro e l’intestino.
Eziologia
Nella batteriemia asintomatica e nella setticemia sono coinvolti sia microrganismi Gram
negativi (Acinetobacter, Aeromonas, Citrobacter, Flavobacterium, Pseudomonas, Proteus e
Vibrio), sia batteri Gram positivi (Corynebacterium, Bacillus, Micrococcus e
Staphylococcus).
Epidemiologia, patogenesi e segni clinici
Tali batteriemie sono descritte in Astacus astacus, Cherax destructor albidus, Cherax
quadricarinatus, Procambarus clarkii, apparentemente sani (Edgerton et al., 2002). Non c’è
accordo sul significato dell’isolamento batterico dall’emolinfa dei crostacei. Bang (1970) e
Johnson (1976), affermavano che l’emolinfa, in condizioni fisiologiche, è sterile e che le
infezioni possono essere indotte da condizioni stressanti (elevata temperatura, scarsità di
ossigeno disciolto, eccessiva densità animale, ecc.) e sono sempre associate a malattia.
Altri autori negano queste ipotesi riportando la presenza di batteri in gamberi
apparentemente sani (Colwel et al., 1975; Welsh & Sizemore, 1985; Webster, 1995; Wong et
al., 1995; Madetoja & Jussila, 1996).
Scott & Thune (1986) e Thune (1994), hanno osservato una maggiore prevalenza di
batteriemia in Procambarus clarkii asintomatici, allevati in stagno durante periodi di elevata
temperatura con scarsità di ossigeno disciolto.
Le batteriemie pertanto, si ritiene siano favorite da fattori stressanti e da ferite nel
carapace; spesso sono asintomatiche, ma in alcuni casi evolvono in setticemie con
sintomatologia clinica (letargia, perdita del tono muscolare, scarsa reattività agli stimoli) e
lesioni agli organi. Segni di malattia o cattivo stato di salute dei gamberi sono nella maggior
parte dei casi non patognomonici, rappresentati da vari gradi di letargia. Lievi alterazioni
fisiologiche possono essere clinicamente difficili da rilevare ed essere imputate ad altri
fattori patologici (nutrizionali, ambientali, ecc.).
Da studi effettuati su granchio nuotatore o “blue crab” (Callinectes sapidus) si evince che,
in ambiente acquatico, i batteri raggiungono l’emocele, il sistema digerente ed altri apparati
attraverso piccole ferite esterne (Tubiashi et al., 1975; Davis & Sizemore, 1982).
Vey et al. (1975), hanno sperimentalmente indotto la malattia, provocando ferite sul
carapace, in gamberi di fiume (Austropotamobius pallipes) stabulati in acqua arricchita con
ceppi di Pseudomonas florescens e P. putida.
Citrobacter sp. è stato descritto causare mortalità nel gambero nordamericano (Orconectes
limosus) (Toumanoff, 1965; Unestam, 1973).
Non è stata ancora stabilita con certezza la patogenicità di Aeromonas sobria. Oidtmann &
Hoffmann (1999) hanno riportato la presenza del microrganismo in A. astacus senza
indicarne l’azione patogena.
Quaglio et al. (2002), hanno isolato Aeromonas sobria e Citrobacter freundii in
Procambarus clarkii che presentavano elevata mortalità.
In Europa, Pseudomonas spp. e Proteus vulgaris sono stati associati ad episodi di malattia
e mortalità in gamberi selvatici sia in natura, sia dopo infezione sperimentale (Toumanoff,
1965; 1966; 1967; 1968; Vey et al., 1975; Boemare & Vey, 1977).
Lesioni istologiche
I gamberi d’acqua dolce con batteriemia asintomatica non mostrano lesioni né a livello
macroscopico né microscopico. Nelle setticemie si possono osservare congestione emocitaria
in branchie, ghiandole antennali e organo Y, presenza batterica nell’emolinfa e negli organi
interni, reazioni immunitarie tissutali (fagocitosi), necrosi focali nella muscolatura
16
addominale con colonie batteriche, granulomi e necrosi nei tubuli dell’epatopancreas con
infiltrazione emocitaria negli spazi peritubulari (Vey et al., 1975; Johnson, 1976; Vogt &
Rug, 1996; Edgerton & Owens, 1999; Quaglio et al., 2001; Romero & Jiménez, 2002;
Quaglio et al., 2006b). I granulomi presentano centro necrotico delimitato da una capsula
amorfa di melanina e più esternamente da fibroblasti.
Diagnosi
La diagnosi si effettua mediante l’esame batteriologico da semine di emolinfa su terreni di
coltura ed esame istologico.
L’emolinfa deve essere prelevata, in sterilità, con siringhe mediante inserzione dell’ago
sulla faccia ventrale della membrana tra il primo segmento addominale ed il torace. Sono
descritti anche prelievi dall’aorta posteriore, dal cuore o per recisione di un’antenna. È
consigliata l’incubazione a temperatura ambiente o a 37°C per una notte.
Misure di controllo
Le uniche azioni attuabili nel controllo delle patologie batteriche sono di tipo preventivo.
Alcuni allevatori, in concomitanza a fenomeni stressanti, somministrano mangime medicato
con ossitetraciclina al fine di evitare setticemia (comunicazione personale).
VIBRIOSI
Malattia descritta in Australia e Stati Uniti.
Eziologia
La vibrosi nel gambero d’acqua dolce è sostenuta, in Procambarus clarkii, da Vibrio
mimicus, che provoca elevata mortalità e V. cholerae, associato a lievi episodi di mortalità
(Thune et al., 1991). V. anguillarum e V. parahaemolyticus sono stati isolati da gamberi rossi
della Louisiana, pescati nel lago di Massaciuccoli (LU), privi di lesioni macro e
microscopiche (Rossi et al., 2001).
Vibrio mimicus è descritto provocare mortalità giornaliere superiori al 20%, in
Procambarus clarkii e Cherax quadricarinatus, rispettivamente in USA ed Australia (Thune
et al., 1991; Eaves & Ketterer, 1994).
Wong et al. (1995), hanno sperimentalmente indotto la malattia per immersione con ceppi
di Vibrio mimicus in Cherax albidus e Cherax quadricarinatus, che presentavano ulcere sul
carapace.
La vibriosi viene associata a condizioni di stress (elevata temperatura ed eccessiva
densità). Le infezioni sono sistemiche e spesso setticemiche e si manifestano con letargia, in
assenza di alti segni clinici e lesioni esterne patognomoniche (Thune et al., 1991; Eaves &
Ketterer, 1994).
Lesioni istologiche
Non sono state descritte.
Diagnosi
coltura specifici e mediante tecniche biomolecolari (PCR).
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Misure di controllo
Misure di profilassi diretta sono volte a ridurre le cause di stress.
AEROMONIASI
Infezione e malattia a diffusione cosmopolita.
Eziologia
Aeromonas hydrophila è un batterio Gram negativo, ossidasi positivo, anaerobio
facoltativo, ubiquitario in ambienti con pH variabile fra 5,2 e 9,8 e a temperature comprese
tra i 10°C e i 45°C, opportunista, isolato nell'organismo di animali sia di acqua dolce e
salmastra sia terrestri, quali pesci, anfibi, rettili, uccelli, mammiferi, incluso l’uomo, ed
invertebrati. Nelle specie ittiche, A. hydrophila causa una malattia nota come MAS “Motile
Aeromonas Septicemia” o setticemia emorragica (Quaglio et al., 2000).
Aeromonas hydrophila è stato isolato, in assenza di manifestazioni patologiche, da
emolinfa di gambero rosso della Louisiana (Procambarus clarkii), in allevamento, (Scott &
Thune, 1986) e di gambero di fiume (Austropotamobius pallipes), in ambiente naturale
(Quaglio et al., 2006a) ed in forma setticemica con mortalità, in gambero europeo (Astacus
astacus) (Oidtmann & Hoffmann, 1999), in gambero della California (Pacifastacus
leniusculus) (Quaglio et al., 2002) e in “hairy marron” (Cherax tenuimanus) (AvenantOldewage, 1993).
Lesioni istologiche
Jiravanichpaisal et al. (2009), hanno riprodotto sperimentalmente la malattia nel gambero
della California mediante inoculazione. All’esame istologico gli autori hanno osservato
estese lesioni necrotiche con nuclei picnotici in branchie, cuore, tessuto interstiziale
dell’epatopancreas e sistema circolatorio ed aggregazione emocitaria nei seni emali, in
assenza di reazioni nodulari. Quaglio et al., (2002), in gamberi della stessa specie con
setticemia da Aeromonas hydrophila, hanno rilevato necrosi muscolare con colonie
batteriche ed epatopancreatite granulomatosa. I granulomi avevano un centro necrotico con
batteri, circondato da deposito di melanina e più esternamente da fibroblasti.
Diagnosi
coltura specifici e mediante tecniche biomolecolari (PCR).
Misure di controllo
Misure di profilassi diretta in allevamento sono rivolte a ridurre le cause di stress.
ENTERITI BATTERICHE
Infezioni e malattie a diffusione cosmopolita.
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Eziologia
I batteri sono normali colonizzatori dell’intestino dei gamberi (Mickènienè, 1983);
Citrobacter freundii, Citrobacter sp., Acinetobacter sp., Enterobacter sp., Pseudomonas sp.
e Alcaligenes sp. possono essere la causa di enteriti batteriche del gambero d’acqua dolce.
C. freundii, abituale componente della microflora acquatica e della flora intestinale dei
gamberi d’acqua dolce (Vogt, 1999), può determinare elevata mortalità in particolari
condizioni di stress (Oidtmann & Hoffmann, 1999; Quaglio et al., 2002; 2006b). C. freundii
è stato segnalato in Procambarus clarkii (Amborski et al., 1975a; Quaglio et al., 2002),
Astacus astacus ed Orconectes limosus (Oidtmann & Hoffmann, 1999). C. freundii,
Pseudomonas fluorescens e P. putida sono considerati gli agenti eziologici della malattia
epatointestinale nel gambero di fiume (Austropotamobius pallipes) (Vey et al., 1975;
Boemare & Vey, 1977).
Mortalità da enteriti batteriche sono segnalate in diverse specie di gamberi europei e nord
americani. Boemare & Vey (1977), infettarono sperimentalmente gamberi di fiume con
ceppi di C. freundii, riscontrando le lesioni nell’apparato digerente.
Lesioni istologiche
C. freundii provoca lesioni necrotiche nella parete intestinale e nell’epatopancreas e
stimola reazione emocitaria granulomatosa. Microscopicamente è possibile osservare colonie
batteriche nel lume dell’intestino anteriore e nel mesentere. Nell’intestino anteriore i batteri
colonizzano la cuticola e l’epitelio sottostante determinando necrosi focale. Nel mesentere la
presenza di un gran numero di batteri può indurre alterazioni delle cellule epiteliali, che
assumono aspetto da cubico a squamoso ed il lume intestinale perde il caratteristico aspetto
stellato.
Diagnosi
La diagnosi di enterite si effettua mediante esame istologico ed isolamento batterico.
Misure di controllo
Adeguate operazioni di disinfezione e buone pratiche di allevamento sono considerati
metodi efficaci per ridurre l’incidenza della malattia.
MALATTIA DELLA CUTICOLA DA BATTERI CHITINOLITICI O CHITINOCLASTICI
Eziologia
Tale patologia è causata da batteri appartenenti ai generi Aeromonas, Pseudomonas e
Citrobacter.
Malattia ubiquitaria descritta nel gambero rosso della Louisiana (Procambarus clarkii)
(Amborski et al., 1975b). I batteri chitinolitici provocano lisi dell’esoscheletro e necrosi
branchiale. La patologia è condizionata da fattori ambientali stressanti e ferite superficiali
(Vey, 1986). Miceti possono anche partecipare nel determinismo della malattia. All’esame
istologico si osservano ulcere nell’esoscheletro con presenza di melanina e colonie
batteriche, distacco dell’epidermide dalla cuticola, flogosi con presenza di emociti granulari,
necrosi dell’epitelio e, nei casi più gravi, del muscolo sottostante.
19
1
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5
Figura 1 - Gambero della California (Pacifastacus leniusculus). Necrosi muscolare con colonie batteriche di
Aeromonas hydrophila (Giemsa). Figura 2 - Pacifastacus leniusculus. Epatopancreatite granulomatosa in
setticemia da Aeromonas hydrophila. Granuloma caratterizzato da centro necrotico con batteri, deposito di
melanina ed esternamente da fibroblasti (Ematossilina-Eosina). Figura 3 - Infiltrazione emocitaria negli spazi
peritubulari dell’epatopancreas di Procambarus clarkii con infezione da Citrobacter freundii ed Aeromonas
sobria (Ematossilina-Eosina). Figura 4 - Intestino di Procambarus clarkii con enterite batterica da Citrobacter
freundii. Epitelio in necrosi con colonie batteriche sulla superficie. La lamina basale risulta ispessita con presenza
di melanina. (Giemsa). Figura 5 - Intestino di Procambarus clarkii con enterite batterica da Citrobacter freundii.
Lesioni granulomatose multifocali nella parete (Ematossilina-Eosina).
20
Figure 1 – Signal crayfish (Pacifastacus leniusculus). Muscular necrosis with presence of Aeromonas hydrophila
colonies (Giemsa). Figure 2 - Pacifastacus leniusculus. Aeromonas hydrophila septicaemia with granulomatous
hepatopancreatitis. Granuloma characterised by necrotic centre with bacteria, melanine infiltration and external
layer of fibroblasts (HE). Figure 3 – Procambarus clarkii. Peritubular hemocyte infiltration in hepatopancreas
associated with Citrobacter freundii and Aeromonas sobria (HE). Figure 4 – Procambarus clarkii. Bacterial
enteritis caused by Citrobacter freundii with epithelial necrosis and thickening of the basal lamina with of
melanine accumulation (Giemsa). Figure 5 - Procambarus clarkii. Bacterial enteritis by Citrobacter freundii with
multifocal granulomatous lesions in the gut wall (HE).
Diagnosi
La diagnosi si effettua in seguito al riscontro di ulcere brunastre sull’esoscheletro e
sull’esame istologico. L’isolamento su terreno di coltura appare difficoltoso per presenza di
flora microbica contaminante.
Misure di controllo
Al fine di evitare l’insorgenza della malattia è necessario il controllo dei parametri fisicochimici dell’acqua ed evitare l’eccesiva densità nel bacino di allevamento.
BATTERI FILAMENTOSI
Eziologia
Sono batteri Gram negativi, filamentosi, appartenenti al genere Leucothrix-like.
Batteri filamentosi epibionti sono stati descritti nei gamberi d’acqua dolce del Nord
America (Johnson, 1977) e nel gambero australiano “hairy marron” (Cherax tenuimanus)
(Evans et al., 1992).
Figura 6 - Batteri filamentosi su preparato a fresco di branchie di gambero americano Orconectes limosus.
Figure 6 – Filamentous bacteria in fresh mount from gills of American crayfish Orconectes limosus.
21
I batteri epibionti si riscontrano sull’esoscheletro e sulle branchie e colonizzano la
superficie delle uova, interferendo con la schiusa. Le larve possono manifestare alterazioni
nel comportamento natatorio e nella muta. Gravi colonizzazioni branchiali possono indurre
problemi respiratori e sono indice di cattiva qualità ambientale.
Diagnosi
E’ possibile osservare batteri filamentosi su preparati a fresco di branchie e pleopodi. La
morfologia dei batteri filamentosi d’acqua dolce è sovrapponibile a quella di Leucothrix
mucor, batterio filamentoso presente in acqua salata, di circa 2 µm di diametro e di
lunghezza variabile (Johnson, 1983).
Misure di controllo
Le infezioni da batteri filamentosi possono essere trattate con antibiotici (Johnson, 1983;
Alderman & Polglase, 1988). E’ importante mantenere una buona qualità dell’acqua (ridotta
presenza di materiale organico ed elevati livelli di ossigeno) al fine prevenire l’insorgenza
della patologia.
NOCARDIOSI
Eziologia
Il genere Nocardia, a cui appartengono più di 80 specie, comprende microrganismi
filamentosi, talvolta ramificati, Gram-positivi e debolmente acido resistenti. Le nocardie,
largamente diffuse in natura, vivono nel suolo come saprofiti su materiali organici in
decomposizione. Nel genere Nocardia sono comprese diverse specie di interesse medicoveterinario che provocano patologie in mammiferi, compreso uomo, uccelli, pesci ed
invertebrati acquatici.
Attualmente risulta un’unica segnalazione di infezione da Nocardia sp. in un campione
adulto di Austropotamobius pallipes, prelevato nel fiume Avon, in Inghilterra durante
un’indagine su un episodio di peste (Alderman et al., 1986).
Il gambero, rinvenuto durante il giorno, si presentava apatico ed incordinato nei
movimenti. Una frattura depressa, non cicatrizzata, era riscontrata nell’esoscheletro e nei
tessuti sottostanti della regione addominale e numerosi noduli sferici nerastri erano osservati
dispersi nella muscolatura.
Lesioni istologiche
All’esame istologico sono stati evidenziati microrganismi filamentosi ramificati, di
lunghezza variabile fra 10-15 µm e larghezza compresa tra 0,5-1,0 µm, identificati come
Nocardia sp. I microrganismi erano localizzati all’interno dei noduli, circondati da strati
concentrici di emociti e melanina. Le colonie batteriche filamentose erano scarsamente
evidenziate con Ematossilina-Eosina, e ben contrastate con la colorazione di Grocott.
Diagnosi
La diagnosi, effettuata da Alderman et al. (1986), si basava sull’isolamento dei
microrganismi filamentosi ramificati, acido resistenti, Gram positivi con morfologia e
caratteristiche colturali riferibili a Nocardia sp. e sulle caratteristiche lesioni istologiche.
22
INFEZIONE DA RICKETTSIA-LIKE (Coxiella cheraxi)
Eziologia
Un microrganismo procariote intracellulare, Gram negativo, Rickettsia-like, isolato in “red
claw” (Cherax quadricarinatus) è stato caratterizzato mediante tecniche molecolari (PCR) e
denominato Coxiella cheraxi da Tan & Owens (2000).
La posizione tassonomica del batterio è stata in seguito confermata da Cooper et al. (2007)
come membro del genere Coxiella.
Malattie da organismi Rickettsia-like sono state segnalate con mortalità in stagnicoltura nel
Queensland (Australia) (Edgerton, 1996) ed Ecuador (Jiménez & Romero, 1997). Le
infezioni sistemiche batteriche intracellulari descritte in Ecuador in Cherax quadricarinatus
da Jiménez & Romero (1997) e Romero et al. (2000) sono riferibili a C. cheraxi.
Una seconda infezione da Rickettsia-like, osservata a carico dell’epatopancreas di Cherax
quadricarinatus da Edgerton & Prior (1999), è stata considerata distinta da C. cheraxi per il
diverso tropismo tissutale e per mancanza di dati molecolari. Un organismo non identificato
Rickettsia-like associato a granulomi nell’epatopancreas, ovario e il cuore è stato riportato da
Vogt et al. (2004) in Procambarus sp. “Marmorkrebs”.
I crostacei infetti da Rickettsia-like sono apatici, mostrano debolezza nei movimenti,
iporiflessia del telson e incapacità di rialzarsi in seguito a ribaltamento (Edgerton et al.,
1995).
Jimenez & Romero (1997) in Ecuador hanno talvolta osservato colorazione bluastra dei
gamberi infetti. La malattia, considerata sistemica da Tan & Owens (2000), sembra
contagiare soprattutto il tessuto branchiale, infettando in un secondo tempo l’epatopancreas
con l’aumentare della gravità (La Fauce & Owens, 2007).
Lesioni istologiche
L’esame istologico evidenzia aggregati intracitoplasmatici, riferibili a Rickettsia-like,
basofili e Gram negativi, negli endoteli vasali e nei tessuti connettivi. Le cellule infette si
presentano ipertrofiche e prominenti. Necrosi ed atrofia dell’epatopancreas sono
frequentemente osservate.
Diagnosi
Coxiella cheraxi si sviluppa in coltura su uova embrionate di pollo al sesto giorno di
incubazione a 36°C. La tipizzazione si ottiene mediante tecniche molecolari (PCR) (Tan &
Owens, 2000).
INFEZIONE DA MICOPLASMI (Spiroplasma sp.)
Eziologia
I micoplasmi rappresentano le cellule procariote più piccole in grado di replicarsi
autonomamente. Questi microrganismi vengono considerati Gram-negativi anche se si
colorano molto debolmente. Spiroplasma, uno dei 6 generi del gruppo Mollicutes, è di forma
allungata e spiroidale, è fitopatogeno ed è agente di malattia degli artropodi. Fra le 40 specie
descritte fino ad oggi una è stata isolata in Procambarus clarkii, allevati in Cina (Wang
et al., 2005). Jiménez et al., (1998) hanno inoltre osservato un microrganismo intracellulare
micoplasma-like non identificato nell’epitelio della cuticola di Cherax quadricarinatus
allevati in Ecuador.
23
L’isolamento di Spiroplasma sp. è stato condotto in Cina da Procambarus clarkii affetti da
malattia debilitante con esito letale. I gamberi della Louisiana erano allevati in stagno con
granchi Eriocheir sinesis che presentavano una forma patologica, caratterizzata da tremori e
con la stessa eziologia (Wang et al., 2005). Wang et al. (2005) tuttavia, non sono stati in
grado di trasmettere sperimentalmente l’infezione dai granchi ai gamberi. Successivamente
Bi et al. (2008), hanno dimostrato attraverso il sequenziamento molecolare, che le forme
presenti in Eriocheir sinesis, in Procambarus clarkii e in Penaeus vannamei, appartengono
alla stessa specie, strettamente legata a S. mirum.
Lesioni istologiche
Spiroplasma sp. è stato osservato, dopo infezione sperimentale, nelle cellule dell’emolinfa,
tessuto connettivo delle gonadi, pereiopodi, epatopancreas, intestino, nervi, cuore e branchie
(Wang et al., 2005).
Diagnosi
Sono stati sviluppati per il rilevamento del patogeno strumenti diagnostici che
comprendono PCR e test immunoenzimatico (ELISA) (Bi et al., 2008; Ding et al., 2007;
Wang et al., 2009).
Misure di controllo
Prove sperimentali di terapia con ossitetraciclina in granchi (Eriocheir sinesis) hanno
dimostrato l’efficacia del trattamento nei confronti di Spiroplasma.
I risultati positivi inducono a considerare un potenziale impiego del farmaco in
Procambarus clarkii (Liang et al., 2009).
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3. PATOLOGIE MICOTICHE
Negli invertebrati, i miceti spesso hanno un ruolo patogeno più rilevante rispetto ai batteri
e ai parassiti (Unestam, 1973a). Le più gravi micosi descritte nei decapodi dulciacquicoli, ad
esclusione delle fusariosi, sono state attribuite al gruppo degli Oomiceti. Nei gamberi
d’acqua dolce sono state segnalate micosi, ma spesso non sufficientemente corredate da
esaurienti descrizioni. La maggior parte dei funghi isolati è in stretta relazione alla scarsa
qualità dell’acqua. Il frequente riscontro di miceti nei gamberi spesso testimonia il degrado
delle condizioni ambientali. I funghi più frequentemente colonizzano ed invadono le parti
molli della cuticola, le ferite dell’esoscheletro, le branchie e le uova.
Gli Oomiceti
Gli Oomiceti sono organismi “fungus-like”, ora considerati protisti e collocati, insieme a
diatomee ed alghe brune, nel gruppo tassonomico Stramenopiles. Tale gruppo comprende
l’ordine Saprolegniales, le cosiddette “muffe acquatiche”, che sono comuni nell’ambiente
idrico, sia come agenti saprofiti, sia come parassiti di pesci, crostacei ed anfibi (Cerenius &
Söderhäll, 1996). I meccanismi che inducono il passaggio dalla vita saprofitica a quella
parassitaria non sono ancora completamente chiariti. La classe Oomycetes comprende due
importanti generi associati a mortalità nei gamberi dulciacquicoli: Aphanomyces e
Saprolegnia. Il micelio degli Oomiceti è cenocitico (cioè non settato), costituito da una
massa citoplasmatica multinucleata racchiusa da una singola parete cellulare. La
riproduzione asessuata in molti gruppi di Oomiceti avviene per produzione di zoospore,
dotate generalmente di due flagelli e prodotte dagli zoosporangi. Le zoospore sembrano
essere attratte per chemiotassi verso le sorgenti di nutrimento a cui aderiscono, incistandosi
(Deacon & Donaldson, 1993). In seguito la germinazione porta alla crescita di ife o di
strutture penetranti che, per azione meccanica (Nyhlén & Unestam, 1975) o mediante azione
di enzimi litici (Unestam, 1966a) o per combinazione di entrambi i meccanismi, invadono i
tessuti dell’ospite. Fra gli enzimi litici, le proteasi sono spesso considerate i fattori più
importanti per la patogenesi in insetti e crostacei. La chitinasi è stata associata alla virulenza
di Aphanomyces astaci (Unestam, 1966b; Söderhäll et al. 1978), poiché la chitina è la
principale componente della cuticola dell’esoscheletro del gambero.
Vilcinscas & Götz (1999), hanno ipotizzato che i funghi possano indurre una risposta
dell’ospite in reazione all’attività enzimatica. Nei confronti di questa esisterebbe una difesa
passiva basata su composti fungistatici e inibitori presenti nell’emolinfa e nella cuticola del
gambero. Inibitori della proteasi possono agire impedendo la penetrazione delle ife
nell’esoscheletro (Hall & Söderhäll, 1983; Dieguez-Uribeondo & Cerenius, 1998).
28
Le difese immunitarie di insetti e crostacei, nei confronti degli Oomiceti, sono innate ed
aspecifiche e reagiscono verso alcuni costituenti della parete, fra i quali i β-1-3 glucani. Gli
Oomiceti in contrasto con i funghi veri e propri contengono una minore quota di chitina
(Söderhäll & Unestam, 1979). Un particolare meccanismo di difesa è rappresentato dal
sistema della profenolossidasi, complesso enzimatico che, quando attivato, libera peptidi e
proteine che fungono da mediatori di molte funzioni difensive. Questo sistema viene attivato
da proteasi della cuticola e dell’emolinfa e dall’azione di microrganismi diversi.
L’attivazione libera la fenolossidasi, enzima adesivo che si lega alla superficie delle
particelle estranee e altre proteine con capacità adesive: per questa caratteristica, tale sistema
appare molto simile ad un primitivo sistema complemento. Come risultato si ha la
liberazione di un pigmento bruno, la melanina, intorno alle reazioni immunitarie. Tale
sistema favorisce la fagocitosi, la coagulazione plasmatica e la distruzione dei patogeni. La
penetrazione del patogeno attiva meccanismi difensivi quali l’accumulo di emociti, la
formazione di capsule, di noduli, granulomi intorno all’organismo estraneo con presenza di
pigmento melanotico (Roitt et al., 1998).
AFANOMICOSI O “PESTE DEL GAMBERO”
Eziologia
La più conosciuta e devastante malattia in grado di contagiare i gamberi d’acqua dolce, è
senza dubbio la peste del gambero, patologia di origine americana, causata dall’oomicete
Aphanomyces astaci. Il patogeno, estremamente virulento, può provocare mortalità del 100%
nelle specie autoctone europee ed è la causa della loro scomparsa in molte aree geografiche
(Aldermann, 1996).
Circa 35 specie di Aphanomyces sono state descritte in tre principali categorie: organismi
parassiti delle piante, parassiti di animali e saprofiti o parassiti opportunisti (DiéguezUribeondo et al., 2009).
Aphanomyces astaci (Schikora, 1903), parassita obbligato dei gamberi d’acqua dolce
(Unestam, 1969b), appartiene al Regno Chromista, Phylum Heterokonta, classe Oomycetes,
ordine Saprolegniales, famiglia Saprolegniaceae. Aphanomyces astaci presenta ife
ramificate, non settate, di 7-10 micron di spessore. La riproduzione nel genere Aphanomyces
avviene sia sessualmente, per fusione dei gametangi prevalentemente differenziati in
anteridio ed oogonio (gametangiogamia oogama), con formazione di uno zigote che si
trasforma in una spora duratura detta oospora, sia in modo asessuato tramite zoospore mobili
biflagellate e adatte alla dispersione in acqua. Oidtmann et al. (2002a) hanno riportato che
Aphanomyces astaci rappresenta un'eccezione nel genere Aphanomyces, poichè non si
riproduce sessualmente.
Alcuni autori, mediante il metodo di RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA),
hanno identificato 4 gruppi genetici. Il gruppo A (genotipo As) comprende ceppi isolati dai
gamberi europei: Astacus astacus e Astacus leptodactylus; il gruppo B (genotipo PsI) include
ceppi isolati da Pacifastacus leniusculus di origine californiana; Il gruppo C (genotipo PsII)
acclude ceppi provenienti da Pacifastacus leniusculus di origine canadese; il Gruppo D (tipo
Pc) racchiude ceppi isolati da Procambarus clarkii (Huang et al., 1994; Diéguez-Uribeondo
et al., 1995). Kozubíková et al. (2011), descrivono un nuovo genotipo (gruppo E) isolato da
Orconectes limosus in Repubblica Ceca.
I ceppi A, B e C si sviluppano in gamberi d’acqua fredda (4-21°C). I ceppi del gruppo D
originano in regioni subtropicali del sud est degli Stati Uniti d'America e si sono adattati a
crescere a temperature di 20-26°C. La virulenza a 10°C, la morfologia ed una serie di
caratteristiche fisiologiche sono aspetti comuni dei quattro gruppi. A temperature superiori a
29
20°C, i ceppi del gruppo D risultano più virulenti rispetto ai ceppi di acqua fredda, sono in
grado di crescere più rapidamente e rilasciano zoospore. I ceppi del gruppo E hanno una
crescita ottimale a 22°C e produzione di spore tra 5-26°C, ma non a 27°C.
I gamberi d’acqua dolce, oltre che da Aphanomyces astaci, possono essere infettati da
Aphanomyces repetans (saprofita) ed Aphanomyces frigidophilus (parassita) (Royo et al.,
2004; Ballesteros et al., 2006; Diéguez-Uribeondo et al., 2009).
La malattia è endemica in nord America, ma raramente causa malattia conclamata nei
Cambaridae e negli Astacidae americani, se non sottoposti a condizioni di stress (Smith &
Söderhäll, 1986).
L’Italia vanta il triste primato di essere stata il primo paese in Europa colpito da epizoozia
di peste del gambero (Unestam, 1973b; Schaperclaus, 1992). La popolazione astacicola era
consistente ed ampiamente diffusa in tutto il territorio nazionale prima della comparsa della
malattia. Il primo episodio di peste fu descritto in Lombardia, nel 1859 (Cornalia, 1860) a
nord del fiume Po ed altri ne sono seguiti in tutta la pianura padana, da Torino a Trieste
(Martinati, 1861; Ninni, 1865). Ben presto la peste, ritenuta al tempo essere provocata da
parassiti o batteri, si propagò in tutta l’Europa centrale fino ai paesi baltici, scandinavi ed in
Russia, come riportato da Alderman (1996) in una rassegna sulla diffusione geografica delle
malattie micotiche e batteriche dei crostacei. In Germania l’epidemia si verificò nel 1864
(Seligo, 1895), in Francia tra il 1876 e il 1885. In Germania, Hofer (1889) attribuì la malattia
ad un batterio che definì Bacillus pestis astaci e solo in seguito Schikora (1903; 1906) isolò
un organismo fungino che denominò Aphanomyces astaci. La diffusione dell’infezione seguì
due direzioni: la prima lungo il Danubio, nei Balcani verso il Mar Nero e la seconda
attraverso la pianura settentrionale tedesca verso la Russia diffondendo fino alla Finlandia e
alla Svezia.
Dopo aver decimato le popolazioni di gamberi indigeni, tra la seconda metà del 1800 e i
primi decenni del 1900, in Italia, Francia, Germania, Austria, Belgio, Paesi Bassi, Polonia,
Danimarca, Estonia, Lettonia, Lituania, Finlandia, Svezia, Ungheria, Romania, Bulgaria,
Russia e Paesi Slavi, la peste ha diminuito la sua incidenza restando circoscritta ad alcuni
focolai nell’Europa orientale e settentrionale.
Negli ultimi decenni l’epidemia è tornata a minacciare i gamberi europei interessando
anche le acque interne della Norvegia (Hàstein & Unestam, 1971), Spagna (Cuellar & Coll,
1984), Gran Bretagna (Alderman et al., 1984; Alderman, 1993), Irlanda (Reynold, 1988;
Matthews & Reynolds, 1992), Turchia (Baran & Soylu, 1989; Rahe & Soylu, 1989; Timur,
1990), Svizzera e Repubblica Ceca (Kozubíkova et al., 2008). La principale fonte di
diffusione in Europa tra il 1960 e il 2000 è stata l’importazione incontrollata di gamberi
americani (Alderman, 1996; Dehus et al., 1999).
Le perdite nelle specie indigene europee di gamberi di acqua dolce sono state catastrofiche
nei corsi d'acqua infetti e notevoli risorse economiche sono state assegnate in molti paesi (in
particolare Finlandia e Regno Unito) nel tentativo di eradicare o controllare la malattia.
In Italia, dopo le prime segnalazioni risalenti alla metà del 1800, non sono stati più descritti
episodi di afanomicosi e pertanto si pensava che questa patologia fosse scomparsa dal
territorio nazionale. Nel 1999, durante un monitoraggio sanitario nel territorio della Bonifica
Renana nella valle di Marmorta (Marmorta di Molinella - BO), veniva isolato in un gambero
rosso della Louisiana (Procambarus clarkii) Aphanomyces sp. (Galuppi et al., 2002), in
seguito identificato come Aphanomyces repetans (Royo et al., 2004). L’isolamento è
avvenuto in assenza di manifestazioni patologiche.
30
Figura 7 - Diffusione in Europa della peste del gambero d’acqua dolce (da Huner, 2002).
Figure 7 - Spread in Europe of freshwater crayfish plague (from Huner, 2002).
Da Procambarus clarkii catturati nel 2008 in Lombardia e Toscana, che presentavano
lesioni melanotiche sull’esoscheletro, è stato isolato Aphanomyces astaci (Aquiloni et al.,
2011).
Nell’estate 2009 su campioni di Austropotamobius pallipes, prelevati in conseguenza di
gravi morie da torrenti della provincia di Isernia (Molise) e pervenuti al laboratorio di Sanità
Pubblica Veterinaria e Patologia Animale dell’Università di Bologna, si evidenziavano,
all’esame istologico, gravi lesioni riferibili a peste del gambero (osservazioni personali). La
diagnosi è stata confermata dalle analisi eseguite presso i laboratori dell’Istituto
Zooprofilattico dell’Abruzzo e Molise (Cammà et al., 2010). A partire dall’inverno 20092010 gravi episodi di mortalità si sono verificati in un allevamento di “yabby” (Cherax
destructor) in Veneto a Mogliano Veneto (TV) (Quaglio et al., 2011). Nuovi focolai in
gambero di fiume sono stati segnalati nel 2010 presso Valdobbiadene (TV) e nel 2011 in
Trentino, in località Ponte Santa Lucia presso il fiume Chiese, in Lombardia in località
Montevecchia (LC), in Abruzzo presso Crognaleto (TE) e in Friuli (osservazioni personali).
Attualmente vi sono riscontri di positività in gamberi australiani (Cherax quadricarinatus)
allevati in Sicilia (Marino, comunicazioni personali).
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La peste non è mai stata segnalata in Australia. Ad oggi, nessun focolaio di peste dei
gamberi è stato riportato in “redclaw” Cherax quadricarinatus in Europa, in Ecuador o negli
Stati Uniti (Westman & Westman, 1992; Romero, 1997). Non ci sono segnalazioni di peste
in Giappone dove è stato introdotto Pacifastacus leniusculus e in Kenya, Sud America, Cina,
Giappone, Taiwan e Filippine, ove è stato introdotto Procambarus clarkii (Huner, 2002;
Lewis, 2002).
Tutte le specie di gamberi di acqua dolce sembrano essere suscettibili all’infezione. È nota
la sensibilità alla malattia dei decapodi d’acqua dolce autoctoni europei ed australiani
(l’Australia è continente indenne) e la maggiore resistenza delle specie alloctone
nordamericane (Unestam, 1973a). La traslocazione di gamberi del Nord America con
infezioni benigne è stata la principale fonte di epidemia in Europa.
Numerose specie sono sensibili in condizioni naturali o sperimentali: il gambero della
California (Pacifastacus leniusculus), il gambero rosso della Louisiana (Procambarus
clarkii), il gambero americano (Orconectes limosus), il gambero europeo (Astacus astacus),
il gambero di fiume (Austropotamobius pallipes), il gambero di torrente (Austropotamobius
torrentium), il gambero turco (Astacus leptodactylus), i gamberi australiani “yabby” (Cherax
destructor), “gilgie” (Cherax quinquicarinatus) e “red claw” (Cherax quadricarinatus), il
gambero gigante d’acqua dolce (Astacopsis gouldi), altre specie australi (Cherax papuanus,
Astacopsis fluviatilis, Euastacus kershawi, Euastacus clydensis) ed il gambero giapponese
(Cambaroides japonicus). Le specie nordamericane (Procambarus clarkii, Pacifastacus
leniusculus, Orconectes limosus) mostrano elevata, ma non completa resistenza alla
patologia, agendo da vettori dell’infezione (Evans & Edgerton, 2002). Pacifastacus
leniusculus ed Orconectes limosus sono ritenuti responsabili della introduzione della peste in
centro e nord Europa (Vey et al., 1983; Alderman & Polglase, 1988); Procambarus clarkii
potrebbe essere la causa della nuova introduzione in Italia e con il gambero della California
potrebbe aver diffuso la malattia in Spagna nel 1978-1982 (Diéguez-Uribeondo & Söderhäll,
1993; Diéguez-Uribeondo et al., 1997; Diéguez-Uribeondo & Söderhäll, 1999). Il granchio
guantato cinese (Eriocheir sinesis) è stato infettato in condizioni sperimentali (Benisch,
1940).
La peste si trasmette per via orizzontale. La trasmissione verticale è stata segnalata in
Finlandia in uova di gamberi della California incubate artificialmente (Makkonen et al,.
2010). La morte dell’ospite è la conseguenza dell’azione di una neurotossina.
Aphanomyces astaci è un patogeno primario che attacca le aree meno calcificate della
cuticola e le membrane delle articolazioni dei crostacei. Le zoospore sono lo stadio infettante
della malattia che determinano la diffusione dell’infezione attraverso l’acqua.
Le zoospore vengono attratte chemiotatticamente sulla parete dell’esoscheletro, spesso su
lacerazioni o ferite, dove si incistano. Se il punto di adesione non risulta idoneo possono
tentare nuovamente la ricerca di un’altra area della cuticola. La zona di giunzione tra due
segmenti addominali o le articolazioni sono il sito più opportuno per l’incistamento. La
germinazione procede grazie alla secrezione di enzimi lipolitici che diffondono attraverso lo
strato lipidico della cuticola.
Si genera un tubo germinativo di penetrazione e le ife con attività proteasica e chitinasica
cominciano a svilupparsi, progredendo parallelamente alle fibrille chitinose all’interno della
cuticola, invadendo l’ipoderma e talvolta la muscolatura sottostante. Raramente si ha
diffusione in modo massivo in tessuti ed organi più profondi. I miceli, leggermente ramificati
che contengono un protoplasma granulare, producono sporangi extramatricali che
fuoriescono dalla cuticola e che possono rivestire di un sottile strato biancastro occhi ed
articolazioni prima della morte dell’ospite. La riproduzione asessuata avviene per
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formazione di zoo sporangi, che a maturità liberano zoospore. All’interno degli zoosporangi
si sviluppano zoospore ameboidi primarie che si spostano e si incistano nella porzione
apicale rilasciando, in poche ore, zoospore secondarie biflagellate. Le zoospore, libere in
acqua, generalmente sono attive per un periodo variabile da pochi minuti a tre giorni, ma
secondo la temperatura ambientale i tempi possono essere molto più lunghi.
Quando la zoospora per chemiotassi raggiunge l’esoscheletro di un gambero, vi aderisce
con i flagelli e si incista nella cuticola, dando luogo a nuova germinazione. Il tentativo
d’incistamento può avvenire più volte, fino a tre, se il substrato non risulta idoneo alla
germinazione (Cerenius & Söderhäll, 1985). Aphanomyces astaci può quindi sopravvivere
nell’ambiente, in assenza dell’ospite, per diverse settimane; pertanto si raccomanda di non
ripolare i corpi idrici prima di tre mesi dalla scomparsa per peste dei gamberi di fiume.
Figura 8 - Ciclo biologico di Aphanomyces astaci: crescita di ife su decapode affetto da peste. (1) particolare di
tallo con zoosporangio in cui si verifica la formazione di ife vegetative, sporangi e zoospore secondarie biflagellate che vengono liberate nell’ambiente (2). Le zoospore secondarie possono effettuare fino a tre tentativi di
incistamento (3), oppure possono aderire su ospite non definitivo (4), solitamente portatore asintomatico, dove si
verifica solo l’adesione superficiale e rilascio di zoospore infettanti per il decapode (5).
Figure 8 - Life cycle of Aphanomyces astaci: growth of hyphae on the surface of decapod suffering from plague
(1), detail of thallus with zoosporangio in which occurs the formation of vegetative hyphae, sporangia and
secondary bi-flagellate zoospores which are released in the environment (2). The secondary zoospores can make
up to three attempts to encystment (3), or they can infect a non-definitive host (4), usually asymptomatic, in which
zoospores stay are retained in fish mucus and then released in aquatic environment (5).
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Le fonti di contagio possono essere l'introduzione di gamberi vivi infetti o la presenza di
soggetti morti per la malattia, l'immissione di acqua da corpi idrici contaminati ed il
trasferimento di zoospore con vettori animati ed inanimati. I cadaveri dei crostacei mantenuti
all’aria, a temperatura ambiente (circa 21°C), risultano ancora infettanti dopo 48 ore, in
acqua dopo 3-5 giorni. Mammiferi, come la lontra, il visone o i topi muschiati e uccelli
acquatici sono stati accusati di diffondere la peste ai gamberi in Europa. Poichè studi
scientifici hanno dimostrato che le zoospore non sopravvivono alle temperature del tratto
gastrointestinale di mammiferi o uccelli (Oidtmann et al., 2002b), la trasmissione può
avvenire tramite la sola veicolazione, sulla superficie corporea, di acqua contaminata. E’
stato riscontrato che il movimento di pesci da aree infette a corsi d’acqua indenni può essere
causa di epidemia (Alderman et al., 1987; Oidtmann et al., 2002b). Le spore rimangono
vitali nel muco della pelle e del tratto intestinale del pesce. L’introduzione di materiale ittico
da ripopolamento può facilitare la diffusione di A. astaci anche per la presenza di spore
nell’acqua di trasporto. La pulizia e l'eviscerazione dei pesci provenienti da altri corpi idrici è
una potenziale fonte di infezione (Hall & Unestam, 1980). Aphanomyces astaci può essere
veicolato da equipaggiamento contaminato (barche, attrezzatura da pesca, stivali, vestiario,
ecc.). In condizioni ideali, anche piccole quantità di acqua sono in grado di trasferire
sufficienti zoospore per infettare un nuovo corpo idrico. Circa 1,3 zoospore per millilitro di
acqua sono sufficienti ad infettare gamberi sensibili (Alderman et al., 1987).
Quando si manifesta la malattia in una nuova area, la popolazione astacicola presenta
rapida ed elevatissima mortalità. La morte di tutti i gamberi si verifica entro 6-10 giorni
(Unestam & Weiss, 1970; Alderman et al., 1987). Dopo molti decenni di infezione, non ci
sono osservazioni di sviluppo di resistenza ed immunità alla malattia in specie europee di
gambero (Unestam, 1973b; Westman, 1991; Svärdson, 1992). Durante l’epidemia il fondale
di laghi e fiumi può essere ricoperto di gamberi morti. In Italia, senza che sia stata
documentata la presenza di peste, tale circostanza si è verificata nel lago di Garda con la
comparsa del gambero americano Orconectes limosus (Zanini, 1999) e nel lago di Levico
(Maiolini, comunicazione personale).
La malattia nei corsi d’acqua, si diffonde rapidamente lungo la direzione del flusso mentre
è più lenta la propagazione controcorrente. Raramente individui sensibili possono essere
rinvenuti vivi dopo un episodio di peste: se ciò si verifica lo si deve ad una mancata
esposizione al patogeno (animali presenti in corsi d’acqua tributari). La trasmissione della
malattia da gambero malato a gambero sano avviene in breve tempo (Cerenius & Söderhäll,
1984). Viljamaa-Dirks et al. (2011) descrivono, nel gambero europeo del lago Taulajärvi in
Finlandia, ricorrenti epidemie di peste che si sono manifestate a partire dal 2001. Il
ripresentarsi della malattia nella stessa popolazione è indice di una certa sopravvivenza e
resistenza al morbo. Ulteriori studi potranno chiarire se si tratta di un adattamento a ceppi del
patogeno poco virulenti o di selezione di individui immunoresistenti.
L’andamento e la gravità dell’epidemia dipende da diversi fattori, come la predisposizione
innata della specie, la presenza di fattori di stress e danni all'esoscheletro; sono fattori
importanti nel determinare la gravità della malattia nei singoli animali e nelle popolazioni
(Cerenius et al., 1988). La sensibilità all’agente eziologico sembra aumentare in
corrispondenza della muta (Smith & Söderhäll, 1986), anche se nessuna prova scientifica è
stata riportata a dimostrazione. I meccanismi fisiologici durante la muta e/o la maggiore
facilità di penetrazione nel nuovo esoscheletro potrebbero rendere i gamberi più vulnerabili
alla malattia.
Il ceppo del patogeno e la temperatura dell'acqua condizionano il numero di zoospore
prodotte e la capacità di diffusione ed infezione dei gamberi sensibili. Altri fattori, come la
densità animale, sono importanti nell’andamento dell’epidemia in una popolazione.
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Lo sviluppo e la capacità di sporulazione è in relazione al ceppo ed alla temperatura
ambientale. Osservazioni di campo mostrano che la peste, in alcune aree geografiche, si
manifesta in un ampio intervallo di temperature, compreso tra 4-20°C. A 13°C, la
produzione di zoospore è superiore che a 20°C e le zoospore possono rimanere infettanti più
a lungo (Cerenius et al., 1988). Unestam (1966b) ha riscontrato spore vitali dopo due mesi,
in una sospensione mantenuta a 2°C.
A temperature inferiori a 10°C, i gamberi infetti richiedono tempi più lunghi per morire e i
segni clinici sono più apparenti, come la perdita di un arto e la presenza di ulcere
melanotiche (Alderman et al., 1987).
I ceppi isolati in Spagna da Procambarus clarkii hanno curve di crescita a temperature
superiori rispetto a quelli nord europei, presentano migliore sporulazione e maggiore motilità
delle zoospore tra i 18°C e 25°C (Dieguez-Uribeondo & Söderhäll, 1993).
La velocità di diffusione della malattia dipende da fattori ambientali, come la temperatura
dell’acqua (Oidtmann et al., 2005); pertanto la mortalità può variare notevolmente e
verificarsi in un intervallo compreso tra poche settimane e mesi. In estate la velocità di
diffusione è più rapida. Non ci sono informazioni che confermino la dose minima infettante,
ma è presumibile che una singola zoospora sia sufficiente a determinare la malattia
(Oidtmann, dati non pubblicati). Il periodo di induzione e la durata della malattia fino alla
scomparsa di tutti i soggetti sensibili è in relazione alla dose infettante, alla temperatura
dell’acqua e alla densità di popolazione (Unestam, 1969a; Unestam & Weiss, 1970;
Dieguez-Uribeondo & Söderhäll, 1993).
La mortalità si verifica entro pochi giorni ed intere popolazioni possono rapidamente
estinguersi, in presenza di un elevato numero di zoospore, di temperatura dell'acqua ottimale
alla sporulazione e di abbondanza di gamberi sensibili.
Sebbene non sia noto il livello critico di tolleranza alla salinità, l’acqua salata o salmastra
inibisce il rilascio delle zoospore dagli sporangi e la loro motilità (Unestam, 1969a).
Anche i segni clinici della peste sono molto variabili e dipendono dalla dose infettante e
dalle condizioni ambientali. Il comportamento degli animali colpiti (andatura o attività
insolita), fornisce un indizio per una diagnosi di peste, ma i segni clinici non sono sufficienti.
I primi segni di malattia sono di tipo comportamentale, in presenza di un elevato numero di
soggetti morti (Alderman & Polglase, 1986). Si osserva inizialmente un aumento dell’attività
motoria, seguito da apatia.
L’animale affetto da peste si mostra, in pieno giorno, con gli arti in estensione, esce
dall’acqua e tenta di arrampicarsi sull’argine, si muove in modo incordinato, è instabile con
perdita dell’equilibrio, non tenta di fuggire alla cattura e si manifesta inerte se trattenuto.
L’addome è ripiegato su se stesso e le chele si serrano debolmente. Occasionalmente
l’animale tenta di pizzicarsi. Al culmine dell’infezione i soggetti si rovesciano sul dorso,
muovono convulsamente le appendici e non riescono a raddrizzarsi. Talvolta la morte si
manifesta per paralisi in questa posizione. Frequentemente si può manifestare il distacco
degli arti o porzioni di essi.
Aree biancastre sono presenti sulla superficie dell’addome e alla base degli arti. Aree
ulcerate brunastre sono più frequenti in gamberi alloctoni resistenti e portatori o in gamberi
indigeni con infezione subacuta. Il carapace diventa molle e delicato e di colore assai più
pallido, talvolta con aree brunastre. L’intensità dell’infezione aumenta con la taglia; le
femmine sono più colpite.
Lesioni istologiche
All’osservazione istologica l’esoscheletro, l’ipoderma, più raramente il muscolo
scheletrico sottostante e le branchie si presentano invasi da caratteristiche ife asettate e
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ramificate. Alla colorazione di Grocott-Gomori, le ife appaiono di colore nero su sfondo
verde.
La cuticola è il primo tessuto ad essere interessato. In particolare risultano maggiormente
aggredite le parti molli non calcificate, quali la porzione ventrale della regione addominale e
le giunture degli arti e dello sternite. La crescita delle ife tende ad essere limitata alla zona di
penetrazione della cuticola. Nelle specie autoctone, il patogeno spesso riesce a perforare la
lamina basale dell’epidermide e l’ipoderma, penetra nell’organismo ed invade il tessuto
connettivo ed i seni dell’emocele, estendendosi lungo il cordone nervoso ventrale ed il
ganglio cerebrale. Aree di necrosi si possono osservare nella muscolatura scheletrica in
prossimità del patogeno (Timur, 1990).
Occasionalmente le ife crescono sull’occhio e più raramente in altri organi. L’invasione
della muscolatura avviene tardivamente.
Le difese dell’organismo all’invasione delle ife nella cuticola consistono nella presenza di
melanina e di infiltrato di cellule emocitarie nell’epidermide e nello strato adiacente (Vey,
1979). Reazioni granulomatose possono essere osservate raramente.
Nelle specie di gamberi nordamericani l’infezione è localizzata alla cuticola, che presenta
reazioni melanotiche.
Diagnosi
In caso di peste, l’elevata mortalità dei gamberi non si verifica in altri animali presenti
nell’ambiente. La mortalità di altri crostacei ed invertebrati, oltre ai decapodi e la presenza di
pesci vivi può essere indice d’inquinamento ambientale (es. insetticidi, in particolare
piretroidi).
La peste deve essere sospettata ogni volta si verifica una grave mortalità di gamberi senza
interessare gli altri animali acquatici. Il solo riscontro di un ingente numero di gamberi
deceduti, senza prendere in esame altri aspetti generali sulla fauna acquatica e l’ambiente è
una condizione insufficiente ad emettere diagnosi. La diagnosi di peste rimane spesso
presuntiva, per problemi legati al campionamento e all’isolamento dell’agente patogeno.
I metodi per diagnosticare l’afanomicosi si basano sull’osservazione dei segni clinici, dei
preparati a fresco da cuticola e tessuto sottocuticolare, dei preparati istologici, per rilevare la
presenza delle caratteristiche ife, sull’isolamento dell’agente eziologico in specifici terreni di
coltura e su tecniche biomolecolari.
I gamberi prelevati devono essere riposti in contenitore refrigerato, all’interno di sacchetti
in plastica e non congelati; il congelamento sopprime gli oomiceti. I campioni devono
giungere in laboratorio entro 12 ore dalla morte. Il coperchio del contenitore deve essere
fissato con del nastro adesivo ed esternamente trattato con sostanze denaturanti (ipoclorito di
sodio) per impedire la diffusione del patogeno. Il microrganismo è sensibile
all’essiccamento, per cui la trasmissione delle spore vitali è un fattore a basso rischio. Alcuni
campioni devono essere fissati in etanolo per l’esame biomolecolare, altri in formalina al
10% per l’istologia.
In laboratorio le lesioni dei gamberi possono essere osservate, tramite l’ausilio dello
stereomicroscopio. I foci di infezione possono apparire come aree biancastre nella
muscolatura, visibili in trasparenza attraverso la cuticola, specialmente nell’addome ventrale
e nelle articolazioni dei pereiopodi o come ulcere focali brunastre e melanotiche.
Le preparazioni a fresco da piccole porzioni di cuticola molle, prelevate dalle regioni
addominali, possono confermare la presenza di ife.
L’esame istologico si esegue mediante colorazione con Ematossilina-Eosina, PAS o
Grocott-Gomori.
La tecnica di isolamento in coltura si effettua con prelievo di piccole porzioni di cuticola
addominale, di tergite (2-3 mm), arti ed appendici di gamberi moribondi o morti da non più
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di 24 ore, seminate direttamente o previa immersione in alcool 70° con successivo lavaggio
in soluzione fisiologica, su River water Glucose Yeast Extract Agar (RGY) addizionato con
penicillina (4 unità/ml) o acido ossolinico (10 mg/l) (OIE, 2003a; 2003b).
Il terreno di coltura autoclavato a 40°C, in piastre sterili, è ottenuto con acqua naturale
(non demineralizzata), con aggiunta di semi di canapa sterili per favorire la sporulazione
degli oomiceti.
Le colture sono incubate a 16-24°C per 7-15 giorni, con verifiche giornaliere. La crescita
avviene nello spessore dell’agar ed in superficie solo a temperature <7°C. Le colonie sono
incolori e le ife asettate, molto ramificate di 7-9 µm di diametro (con un minimo di 5 ed un
massimo di 10 µm). Quando i talli sono trasferiti dal terreno di coltura all’acqua distillata,
sviluppano gli sporangi in 12-15 ore (a 20°C) o in 20-30 ore (a 16°C). Le spore di forma
ameboide all’interno del tallo raggiungono gli sporangi e si incistano formando una sorta di
grappolo.
Le spore primarie incistate misurano 9-11 µm di diametro (con un minimo di 8 ed un
massimo di 15 µm). Il rilascio nell’acqua delle zoospore secondarie flagellate (8 x 12 µm)
avviene dalle papille che sviluppano sulla superficie delle spore primarie incistate.
Recenti progressi nelle tecniche di biologia molecolare hanno permesso di sviluppare
nuovi metodi rapidi (PCR) per la diagnosi di peste (Oidtmann et al., 2002a; 2004; 2006).
L’analisi PCR, riportata nel Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animals (OIE, 2009),
amplifica una sequenza di 569 pb nella regione ITS (Internal Transcribed Spacer) del
genoma di Aphanomyces astaci e garantisce una sensibilità pari al 100% in campioni vivi o
morti entro le 24 ore; può essere effettuata anche su campioni congelati o fissati in etanolo.
Tuttavia, Ballesteros et al. (2009), hanno dimostrato che i primer utilizzati mancano di
specificità, in presenza di altre specie di Aphanomyces isolate dal gambero, dando false
positività. Una tecnica proposta per una rapida identificazione di Aphanomyces astaci si
avvale dell'amplificazione dei geni chitinasi che potrebbero essere specie-specifici
(Hochwimmer et al., 2009).
Per una completa analisi di un potenziale focolaio di peste dovrebbe quindi includere la
coltura del patogeno e strumenti molecolari per confermare la presenza di Aphanomyces
astaci (Vrålstad et al., 2009).
Misure di controllo
La prevenzione risulta l’unica azione attuabile nei confronti della peste del gambero ed è
mirata in particolar modo al divieto di introduzione di decapodi resistenti alla peste
(Vorburger & Ribi, 1999). Una volta introdotta la malattia non è possibile controllarne la
diffusione. Ove siano presenti gamberi americani infetti non è possibile eradicare la peste se
non con la completa rimozione di tutti i portatori; questa pratica risulta inattuabile (Holdich
et al., 1999). Al fine di evitare l’introduzione è quindi necessaria l’adozione di strette misure
di sorveglianza.
Prevenire la movimentazione di gamberi infetti e la diffusione del patogeno rappresenta
uno dei punti cruciali in caso di focolaio di peste accertato o sospetto tale. Il corso d’acqua
coinvolto deve essere identificato e devono essere applicate misure di controllo delle
movimentazioni. Possono essere considerate tre zone: una zona infetta che comprende il
bacino idrico dall’area soggetta a mortalità lungo il suo decorso verso valle, una zona di
protezione e una zona di sorveglianza. L’estensione di queste zone deve essere valutata caso
per caso, in base alle caratteristiche idrogeografiche del sito interessato.
A seguito di un focolaio, per determinare l’estensione della zona di protezione, risulta
importante comprendere l’origine primaria dell’infezione e la sua localizzazione, conoscere
la movimentazione di gamberi esotici potenzialmente infetti o gamberi autoctoni con
evidenti segni clinici verso zone indenni limitrofe, ricostruire gli spostamenti dall’area
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infetta di persone, veicoli, attrezzature che possono agire quali vettori meccanici e rilevare
l’esistenza di altre aree potenzialmente infette nelle vicinanze. La sorveglianza è necessaria
per individuare nuovi focolai, definire l’estensione della zona infetta e monitorare i siti di
ripopolamento. La sorveglianza si basa su tre metodi: una semplice osservazione del
comportamento e dei fenomeni di mortalità dei gamberi nel territorio; un monitoraggio
periodico dello stato sanitario delle popolazioni di gamberi in differenti siti, tramite analisi di
laboratorio; l’impiego di gamberi sani collocati in nasse (animali sentinelle) in bacini
precedentemente infetti o sospetti.
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Figura 9 - Gamberi turchi (Astacus leptodactylus) moribondi. Tipica posizione supina con arti rigidi e divaricati.
Figura 10 - Arto amputato con caratteristica colorazione brunastra, in gambero di fiume (Austropotamobius
pallipes) affetto da peste. Figura 11 - Preparato a fresco di Aphanomyces astaci cresciuto su River water Glucose
Yeast Extract Agar; zoosporangi con spore primarie incistate. Figura 12 - Gambero di fiume (Austropotamobius
pallipes); abbondante presenza di ife di Aphanomyces astaci infiltranti lo spessore dell’esoscheletro di gonopode
e penetranti nell’ipoderma con necrosi muscolare (Ematossilina-Eosina). Figura 13 - Gambero di fiume
(Austropotamobius pallipes) raccolto in Molise durante un episodio di mortalità verificatosi nell’agosto 2009.
Sviluppo di ife di Aphanomyces astaci al di sotto dell’esoscheletro con infiltrato emocitario (EmatossilinaEosina).
Figure 9 - Muribund narrow clawed crayfish Astacus leptodactylus with typical supine behaviour, limbs stiff and
wide apart. Figure 10 - Austropotamobius pallipes infected with crayfish plague. Limb with amputated extremity
and typical brownish pigmentation. Figure 11 - Fresh mount of Aphanomyces astaci previously inoculated in
River Water Glucose Yeast Extract Agar; zoosporangi with encysted primary spores. Figure 12 Austropotamobius pallipes: presence of Aphanomyces astaci hyphae infiltrating the gonopod cuticle with
hypodermis penetration and muscular necrosis (HE). Figure 13 - Sampled Austropotamobius pallipes in Molise
region during a mortality outbreak in August 2009. Densely developing hyphae of Aphanomyces astaci under the
exoskeleton with haemocyites infiltration (HE).
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Sono auspicabili severe restrizioni alla pesca ed al commercio di decapodi d’acqua dolce,
quali bandire la cattura in acque infette, la bollitura nel luogo di raccolta o presso il primo
acquirente e il divieto d’importazione di gamberi esotici vivi o non cotti. Le aree ove sono
presenti focolai devono essere precluse alla pesca sportiva. Se si è pescato in un corso
d’acqua contaminato, è importante disinfettare con cura gli attrezzi utilizzati, con iodofori o
ipoclorito di sodio. Poche spore sono sufficienti per trasmettere la malattia.
Deve vigere il divieto alla commercializzazione e trasferimento da aree infette di pesci vivi
non destinati al consumo, ma al ripopolamento.
E’ importante nella gestione di un potenziale focolaio di peste, ottenere una diagnosi
rapida. Per evitare che il patogeno continui a svilupparsi e a riprodursi, è necessaria la
raccolta delle carcasse dei gamberi morti per peste, la loro termodistruzione e lo smaltimento
secondo le disposizioni del Regolamento CE 1069/2009 e s.m.i.
Miceli e zoospore possono essere inattivati da trattamenti fisico-chimici:
- l’essiccamento del micelio a 21°C per oltre 72 ore e la cottura a 100°C per un minuto;
- il congelamento a -20°C per più di 2 ore, riportato essere efficace da Smith &
Söderhäll (1986), è stato smentito da Oidtmann et al. (2002b) che hanno ottenuto
crescita in coltura dopo 48 ore e totale inattivazione dopo 72 ore;
- l’esposizione per 30 secondi all’ipoclorito di sodio (sostanza tossica per gli organismi
acquatici) alla concentrazione di 100 ppm (Alderman & Polglase, 1986). Questa
sostanza funge da trattamento disinfettante per le attrezzature, ma è opportuno
precisare che l’eventuale presenza di sostanza organica ne diminuisce l’efficacia;
- lo iodio e i composti iodofori alla concentrazione di 100 ppm per trenta o più minuti
in relazione al prodotto impiegato;
- l’acido peracetico al 5%, associato al perossido di idrogeno, alla concentrazione di
100 ppm per 5 minuti (Lilley & Inglis, 1997);
- la formalina, secondo Häll & Unestam (1980), inibisce la crescita delle ife, la
formazione di spore e la germinazione di Aphanomyces astaci e potrebbe essere un
utile disinfettante, ma non ci sono ulteriori pubblicazioni che ne confermino
l’efficacia;
- il verde malachite alla concentrazione di 1 ppm; 2 ppm per un’ora sono necessari per
distruggere le spore attaccate al muco cutaneo del pesce (Häll & Unestam, 1980); tale
trattamento fungicida risulta altamente nocivo per la salute umana, in quanto il
prodotto è potenzialmente cancerogeno e pertanto il suo impiego in acquacoltura è
vietato per legge;
- il cloruro di magnesio sembra efficace (Rantamäki et al., 1992).
Non esiste terapia. L’unico prodotto legale, a disposizione degli allevatori nel nord Europa,
è il cloruro di magnesio che riduce la sporulazione.
INFEZIONE DA SAPROLEGNIA
Gli omiceti del genere Saprolegnia hanno diffusione cosmopolita nelle acque dolci.
Eziologia
Saprolegnia spp. sono muffe acquatiche saprofite od opportuniste, classificate nel regno
protoctista, phylum Heterokonta, classe Oomycotea, appartenenti alla famiglia
Saprolegniaceae (Bruno & Wood, 1999). Il micelio vegetativo è rappresentato da ife non
settate e ramificate. Il genere Saprolegnia presenta un ciclo riproduttivo sia per fasi sessuate,
sia asessuate. Il genere Saprolegnia include specie responsabili di significative infezioni in
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pesci ed altri organismi acquatici. Gli agenti infettanti possono penetrare nelle uova di
gambero provocando la morte dell’embrione, mentre negli adulti provocano lesioni cuticolari
(Vey, 1979; 1981; Herbert, 1987; Royo et al., 2002).
Söderhäll et al. (1991), hanno affermato che Saprolegnia parasitica non è in grado di
provocare nel gambero la grave malattia che induce nel pesce, sebbene in allevamento
intensivo Saprolegnia spp. sia descritta causare mortalità, specialmente in femmine con
uova. Dièguez-Uribeondo et al. (1994), in prove di infezione sperimentale con zoospore,
hanno infettato gamberi sani (Astacus astacus, Pacifastacus leniusculus e Procambarus
clarkii) provocando una mortalità del 20%. Quando la cuticola dei gamberi era abrasa prima
dell’infezione sperimentale, la mortalità aumentava significativamente risultando tre volte
superiore. Gli autori hanno ritenuto che fattori predisponenti sono probabilmente necessari
per la patogenicità del microrganismo. Makkonen et al. (2010), hanno isolato Saprolegnia
parasitica, Saprolegnia australis, Mucor hiemalis e Mucor racemosus in Astacus astacus
selvatici, pescati nell’isola di Saaremaa (Estonia), che presentavano ulcere brunastre
nell’esoscheletro.
Quaglio et al. (2008a), hanno descritto un grave episodio di mortalità da Saprolegniaceae
in gambero di fiume (Austropotamobius pallipes), verificatosi in un allevamento
sperimentale del Nord Italia. La mortalità dei gamberi è stata attribuita ad una eziologia
polifattoriale, ove importante era il ruolo svolto dalle Saprolegniaceae. Le caratteristiche dei
ceppi isolati differiscono da quelli descritti da altri autori come patogeni per i gamberi e da
quelli ritrovati nelle trote dello stesso allevamento. La sensibilità dei crostacei all’infezione
poteva risultare maggiore in ragione delle carenti misure igieniche adottate in allevamento,
associate ad un aumento di temperatura nei mesi estivi. In tale situazione è ipotizzabile che
l’elevato sviluppo delle Saprolegniaceae, con aumento della carica infettante, associato ad
una ridotta risposta difensiva dell’ospite in seguito a stress ambientale, abbia determinato
l’infezione con malattia e repentina morte dei soggetti stabulati. Dieguez-Uribeondo et al.
(1994), hanno affermato che Saprolegnia parasitica può essere causa di elevata mortalità in
gambero di fiume (Austropotamobius pallipes) in condizioni di allevamento, quando fattori
ambientali, bassa concentrazione di ossigeno disciolto ed elevato tasso di solidi sospesi,
inducono stress e predispongono gli animali ad infezioni fungine. Una specie di Saprolegnia
non precedentemente descritta è stata messa in relazione al declino di una popolazione
invasiva di gambero americano (Orconectes limosus) nel lago di Costanza nel sud ovest della
Germania (Hirsch et al., 2008).
Nel lago Muskellunge in Wisconsin (USA) Saprolegnia australis è responsabile di una
malattia ulcerativa in Orconectes propinquus (Krugner-Higby et al., 2010). Gli autori hanno
osservato una maggiore presenza e gravità delle lesioni in relazione all’aumento della
temperatura stagionale e alla densità di popolazione, ipotizzando lo stress come fattore
predisponente.
Lesioni istologiche
Le lesioni istologiche da Saprolegniaceae osservate da Quaglio et al. (2008a) in un
episodio di mortalità nel gambero di fiume sono simili a quelle descritte in altre specie di
gamberi d’acqua dolce da Chinain & Vey (1988) in infezioni da Fusarium solani e da
Nyhlén & Unestam (1980) in presenza di Aphanomyces astaci.
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Figura 14 - Esoscheletro di gambero di fiume (Austropotamobius pallipes); presenza di numerose ife ramificate
nello spessore della cuticola (PAS). Figura 15 – Sezione trasversa di ife fungine asettate a carico della cuticola
(PAS). Figura 16 - Fusarium sp. isolato da lesioni dell’esoscheletro di Procambarus clarkii. Figura 17 - Fusariosi
in gambero turco, Astacus leptodactylus; caratteristiche macchie brunastre a carico del telson e dell’ultimo
segmento addominale. Figura 18 - “Burn spot Disease”: ulcere brunastre nell’esoscheletro di toracopode di
Austropotamobius pallipes. Figura 19 - Ife settate di miceti saprofiti in cuticola dell’esoscheletro di
Austropotamobius pallipes (Ematossilina-Eosina).
Figure 14 - Micotic lesions in the exoskeleton of white-clawed crayfish (Austropotamobius pallipes); numerous
branched fungal hyphae penetrating the thickness of the cuticle (PAS). Figure 15 - Cross-section of ramifying
non-septate fungal hyphae through the cuticle (PAS). Figure 16 - Fusarium sp. isolated from lesions of
Procambarus clarkii exoskeleton. Figure 17 - Fusariosis in narrow clawed crayfish Astacus leptodactylus;
characteristic brown spot in telson and last abdominal segment. Figure 18 - “Burn spot Disease”: brownish
ulcers in cheliped of Austropotamobius pallipes. Figure 19 - Septate hyphae of saprofitic fungus on the
exoskeleton cuticle of Austropotamobius pallipes (HE).
41
Diagnosi
I metodi per diagnosticare le saprolegniosi si basano sul riscontro di caratteristiche muffe
biancastre sulle uova, sull’osservazione di preparati a fresco della cuticola e delle branchie,
su preparati istologici, sull’isolamento in specifici terreni di coltura e su tecniche
biomolecolari.
Figura 20 - Tecnica di isolamento e coltura di Saprolegnia parasitica.
Figure 20 - Isolation and cultivation steps for Saprolegnia parasitica.
L’identificazione della specie con metodi microscopici e colturali, è basata
sull’ottenimento di strutture sessuali in vitro (oogoni, anteridi e oospore). Per effettuare
un’accurata identificazione della specie è necessario stimolare la produzione di strutture
sessuali (Pickering & Willoughby, 1982).
La caratteristica delle cisti secondarie osservate mediante l’uso di microscopio elettronico
o microscopio ottico a contrasto di fase, è anche usata per l’identificazione delle colture di
Saprolegnia isolate da pesci e gamberi (Pickering et al., 1979; Hallet & Dick, 1986;
Söderhäll et al., 1991). Anche studi biomolecolari possono servire allo scopo diagnostico
(Molina et al., 1995; Dieguez-Uribeondo et al., 1996).
Misure di controllo
Al fine si evitare la saprolegniosi è necessario mantenere una buona qualità ambientale.
Non ci sono indicazione di terapie per le saprolegniosi dei gamberi d’acqua dolce sebbene
alcuni allevatori facciano uso di formalina (comunicazione personale).
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INFEZIONE DA DICTYUCHUS SP.
Dictyuchus sp. è un microorganismo appartenente alla famiglia delle Saprolegniaceae, il
cui significato patologico è ancora in discussione, descritto in lesioni della cuticola nel
gambero rosso della Louisiana (Procambarus clarkii) in Pianura Padana e nelle uova del
gambero della California (Pacifastacus leniusculus) in condizioni di allevamento in Francia
(Vey, 1977; Galuppi et al., 2002).
INFEZIONE DA FUSARIUM SPP.
Eziologia
La tassonomia del genere Fusarium (per la maggior parte riconducibile a forme imperfette
di Ascomiceti), oltre ad essere complessa e discordante a seconda della classificazione
seguita (Americana-Australiana o Europea), è in continua evoluzione.
Fusarium è un vasto genere di funghi che si riproducono per conidiospore. Le specie di
Fusarium sono ampiamente diffuse nell’ambiente, nel suolo e sulle piante e sono riportate
anche in organismi acquatici.
Fusarium spp. provocano malattia in gamberi marini e di acqua dolce (Johnson, 1983). Le
specie che infettano gamberi dulciacquicoli sono: Fusarium solani, Fusarium oxysporum,
Fusarium tabacinum, Fusarium roseum var. culmorum.
In Europa, Chinain & Vey (1987a; 1987b; 1988) hanno descritto malattia da Fusarium
solani in Austropotamobius leptodactylus e Pacifastacus leniusculus, Maestracci & Vey
(1988) da Fusarium oxysporum in Austropotamobius leptodactylus ed Austropotamobius
pallipes, Alderman (1985) da Fusarium tabacinum in branchie di Austropotamobius pallipes
e Vey (1986) da Fusarium roseum var. culmorum in gamberi turchi Austropotampobius
leptodactylus con lesioni melanotiche branchiali durante episodi di mortalità.
Lahser (1975) ha segnalato Fusarium in gamberi nord americani, Procambarus simulans
simulans, senza osservare lesioni. Galuppi et al. (2002), hanno isolato Fusarium sp. in
Procambarus clarkii e Pacifastacus leniusculus con e senza lesioni dell’esoscheletro.
Quaglio et al. (2008b), hanno descritto Fusarium spp. in gamberi di fiume Austropotamobius
pallipes in nord Italia, durante episodi di mortalità.
Da ricerche effettuate da Chinain & Vey (1988), Fusarium viene definito come agente
patogeno opportunista del gambero d’acqua dolce. La patogenicità del fungo può essere
correlata a ferite dell’esoscheletro, ad inquinamento ambientale o fattori fisico-chimici
sfavorevoli, stressanti, che diminuiscono le difese dell’animale. Le condizioni che
favoriscono l’infezione sono frequenti in acquacoltura (Maestracci & Vey, 1988).
Alcuni autori suggeriscono che alcune specie o ceppi siano altamente patogeni.
L’isolamento e la caratterizzazione dei differenti ceppi può essere importante per valutare la
virulenza nei diversi ospiti (Edgerton et al., 2002).
L’infezione da Fusarium può manifestarsi con lesioni sull’esoscheletro, branchie ed
emocele. La presenza del fungo è accompagnata da depositi di melanina nella cuticola e
nelle branchie; la malattia perciò viene definita malattia dell’addome bruno o "brown
abdomen disease".
La morte, in condizioni sperimentali, si può verificare anche dopo diversi mesi
dall’infezione e la malattia può avere un decorso anche molto lungo (Chinain & Vey, 1987a;
1987b; Alderman & Polglase, 1988; Chinain & Vey, 1988).
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La mortalità viene attribuita ad alterazioni nella fase di muta, esotossine prodotte dal fungo
e disturbi osmotici per aumentata concentrazione di sodio e cloro nell’emolinfa (Alderman
1985; Chinain & Vey, 1988; Maestracci & Vey, 1988).
Infezioni batteriche secondarie possono aggravare la mortalità (Vey, 1986). Fusarium in
associazione con altri funghi (Ramularia sp., Didymaria cambari), batteri chitinolitici Gram
negativi e Pseudomonas sp. può provocare la malattia del carapace o “Burn Spot Disease”
(Edgerton et al., 2002).
Lesioni istologiche
Le infezioni sostenute da Fusarium spp. possono dare origine a lesioni dell’esoscheletro,
branchie ed emocele. Nei gamberi d’acqua dolce, la regione più frequentemente colpita
inizialmente è la faccia ventrale degli uropodi, ma in seguito le lesioni diffondono a
cefalotorace, addome e branchie (Unestam, 1973b; Amborsky et al., 1975). In infezioni di
modesta entità la necrosi interessa il tessuto cuticolare, nei casi più severi i tessuti molli
sottostanti l’esoscheletro.
Una reazione melanotica si sviluppa attorno alle ife fungine, formando vaste aree brunastre
sulla cuticola ed un’intensa risposta infiammatoria nell’ipoderma e nei tessuti sottostanti. Gli
aggregati di emociti determinano reazioni nodulari granulomatose incapsulate o granulomi.
A livello branchiale i miceti sono circondati da aggregati di emociti granulari e
semigranulari, con depostito di melanina attorno alla parete delle ife. Nonostante l’intensa
reazione flogistica, il fungo fuoriesce dal granuloma e continua la sua crescita,
particolarmente verso la porzione distale dei filamenti branchiali. Maestracci & Vey (1988),
hanno osservato negli stadi più avanzati dell’infezione, batteri secondari che sviluppano sulla
superficie delle ferite e penetrano attraverso le ulcere dell’esoscheletro nei tessuti sottostanti
fino a raggiungere l’emocele.
Diagnosi
Chinain & Vey (1988), hanno isolato Fusarium solani incubando tessuti infetti, previa
disinfezione con ipoclorito di sodio e soluzioni antibiotiche, su Malt Agar a 25°C. Le colonie
sono apparse inzialmente bianche, successivamente hanno assunto colorito rosato. Alderman
(1985), ha isolato Fusarium tabacinum su RGY agar con aggiunta di streptomicina solfato e
penicillina G, incubato a 16°C. L’osservazione istologica di tessuti colorati con ematossilinaeosina e col metodo di PAS e Grocott consente di valutare l’intensità dell’infezione e la
gravità delle lesioni (Alderman, 1985).
Misure di controllo
Non ci sono indicazioni di terapie per le fusariosi dei gamberi d’acqua dolce, sebbene
alcuni allevatori facciano uso di formalina (comunicazione personale).
ALTRE INFEZIONI FUNGINE
Trichosporon beigelii
Söderhäll et al. (1993), hanno isolato Trichosporon beigelii, nel corso di una
sperimentazione, dalla cuticola di Astacus astacus, mantenuti in condizioni di stress sotto
trattamento con cloruro di magnesio al fine di prevenire infezione da Aphanomyces astaci.
Circa il 50% dei gamberi moriva per immunosoppressione presumibilmente in conseguenza
del trattamento. Le lesioni a carico dell’esoscheletro risultavano simili a quelle provocate
dalla peste, ma con una reazione melanotica più intensa.
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Tricomiceti sono comunemente riscontrati nell’intestino e sulla cuticola dei gamberi
d’acqua dolce e non sono considerati patogeni (Lichtwardt, 1962; Krucinska & Simon,
1968).
Ramularia sp.
Ramularia sp. svolge azione patogena in associazione con batteri chitinolitici Gramnegativi, Pseudomonas sp. ed altri funghi, quali Didymaria cambari e Fusarium spp.,
determinando l’insorgenza di “Burn Spot Disease”.
Le specie maggiormente colpite dalla malattia sono: Astacus astacus, Austropotamobius
leptodactylus, Orconectes limosus (Man & Pipelow, 1938), Autropotamobius pallipes
(O'Keefe & Reynolds, 1983), Procambarus clarkii (Amborski et al., 1975), Cherax
destructor albidus (Mills, 1983; Evans et al., 1992) e Cherax tenuimanus (Owens & Evans,
1989).
Studi al microscopio elettronico hanno dimostrato che l’infezione inizia per opera dei
batteri chitinolitici (Amborski et al., 1975). La malattia si presenta in natura, in popolazioni
con elevata densità animale (Unestam, 1973b) o in allevamento, con scarse condizioni
igieniche (Thune, 1994). La lesione tipica è rappresentata dalla presenza di ulcere brunonerastre sull’esoscheletro, di diametro inferiore ad un centimetro. I funghi chitinoclastici si
trovano al centro della lesione necrotica e contribuiscono alla formazione dell’ulcera.
Acremonium sp.
I miceti del genere Acremonium sono stati isolati da esemplari di Austropotamobius
leptodactylus provenienti dal lago di Egirdir in Turchia che presentavano rammollimento
bilaterale del cefalotorace e macchie brunastre nelle branchie. Ife settate e ramificate sono
state osservate in preparati a fresco di branchie. Non essendo stata riscontrata mortalità nei
gamberi, gli isolati possono essere considerati come organismi saprofiti che possono avere
un effetto negativo per la vendita sul mercato (Diler & Bolat, 2001).
I generi Penicillium, Gliocadium, Trichoderma, Geotrichum e Alternaria
I generi Penicillium, Gliocadium, Trichoderma, Geotrichum e Alternaria sono stati
riscontrati sia su gamberi sani che su gamberi morti e si ritengono microrganismi saprofiti.
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